Using cell-based aptamer selection, we have developed a strategy to use the differences at the molecular level between any two types of cells for the identification of molecular signatures on the surface of targeted cells. A group of aptamers have been generated for the specific recognition of leukemia cells. The selected aptamers can bind to target cells with an equilibrium dissociation constant ( K d ) in the nanomolar-to-picomolar range. The cell-based selection process is simple, fast, straightforward, and reproducible, and, most importantly, can be done without prior knowledge of target molecules. The selected aptamers can specifically recognize target leukemia cells mixed with normal human bone marrow aspirates and can also identify cancer cells closely related to the target cell line in real clinical specimens. The cell-based aptamer selection holds a great promise in developing specific molecular probes for cancer diagnosis and cancer biomarker discovery.

In this article, a systematic study of the design and development of surface-modification schemes for silica nanoparticles is presented. The nanoparticle surface design involves an optimum balance of the use of inert and active surface functional groups to achieve minimal nanoparticle aggregation and reduce nanoparticle nonspecific binding. Silica nanoparticles were prepared in a water-in-oil microemulsion and subsequently surface modified via cohydrolysis with tetraethyl orthosilicate (TEOS) and various organosilane reagents. Nanoparticles with different functional groups, including carboxylate, amine, amine/phosphonate, poly(ethylene glycol), octadecyl, and carboxylate/octadecyl groups, were produced. Aggregation studies using SEM, dynamic light scattering, and zeta potential analysis indicate that severe aggregation among amine-modified silica nanoparticles can be reduced by adding inert functional groups, such as methyl phosphonate, to the surface. To determine the effect of various surface-modification schemes on nanoparticle nonspecific binding, the interaction between functionalized silica nanoparticles and a DNA chip was also studied using confocal imaging/fluorescence microscopy. Dye-doped silica nanoparticles functionalized with octadecyl and carboxylate groups showed minimal nonspecific binding. Using these surface-modification schemes, fluorescent dye-doped silica nanoparticles can be more readily conjugated with biomolecules and used as highly fluorescent, sensitive, and reproducible labels in bioanalytical applications.

A water-in-oil microemulsion method has been applied for the preparation of silica-coated iron oxide nanoparticles. Three different nonionic surfactants (Triton X-100, Igepal CO-520, and Brij-97) have been used for the preparation of microemulsions, and their effects on the particle size, crystallinity, and the magnetic properties have been studied. The iron oxide nanoparticles are formed by the coprecipitation reaction of ferrous and ferric salts with inorganic bases. A strong base, NaOH, and a comparatively mild base, NH4OH, have been used in each surfactant to observe whether the basicity has some influence on the crystallization process during particle formation. Transmission electron microscopy, X-ray electron diffraction, and superconducting quantum interference device magnetometry have been employed to study both uncoated and silica-coated iron oxide nanoparticles. All these particles show magnetic behavior close to that of superparamagnetic materials. By use of this method, magnetic nanoparticles as small as 1−2 nm and of very uniform size (percentage standard deviation is less than 10%) have been synthesized. A uniform silica coating as thin as 1 nm encapsulating the bare nanoparticles is formed by the base-catalyzed hydrolysis and the polymerization reaction of tetraethyl orthosilicate in microemulsion. All experimental results are also compared with those for particles synthesized in pure water.

A new molecular conjugation method has been developed to label biomolecules with optically stable metalorganic luminophores, such as tris(2,2'-bipyridyl)dichlororuthenium(II) hexahydrate (Rubpy), which are otherwise not possible for direct linking with the biomolecules. Unique biochemical properties of the biomolecule can, thus, be associated with photostable luminophores. This opens a general way to conjugate desired biomolecules using a sensitive signal transduction method. It also promotes the application of excellent luminescent materials, especially those based on photostable metalorganic luminophores, in biochemical analysis and biomolecular interaction studies. The conjugation method is based on uniform luminophore-doped silica (LDS) nanoparticles (63 +/- 4 nm). These nanoparticles have been prepared using a water-in-oil (W/O) microemulsion method. The controlled hydrolysis of tetraethyl orthosilicate (TEOS) in W/O microemulsion leads to the formation of monodisperse LDS nanoparticles. The luminophores are doped inside the nanoparticles, and the particle's silica surfaces can be used to covalently bind with biomolecules. The luminophores are well-protected from the environmental oxygen when they are doped inside the silica network. As an example, we used an antibody for leukemia cell recognition. The antibody was first immobilized onto the luminophore-doped nanoparticle through silica chemistry and then was used for leukemia cell identification by an optical microscopy imaging technique. The leukemia cells were identified easily, clearly, and with high efficiency using these antibody-coated nanoparticles. The advantages of using small, uniform luminophore-doped nanoparticles are discussed.

Molecular medicine is an emerging field focused on understanding the molecular basis of diseases and translating this information into strategies for diagnosis and therapy. This approach could lead to personalized medical treatments. Currently, our ability to understand human diseases at the molecular level is limited by the lack of molecular tools to identify and characterize the distinct molecular features of the disease state, especially for diseases such as cancer. Among the new tools being developed by researchers including chemists, engineers, and other scientists is a new class of nucleic acid probes called aptamers, which are ssDNA/RNA molecules selected to target a wide range of molecules and even cells. In this Account, we will focus on the use of aptamers, generated from cell-based selections, as a novel molecular tool for cancer research. Cancers originate from mutations of human genes. These genetic alterations result in molecular changes to diseased cells, which, in turn, lead to changes in cell morphology and physiology. For decades, clinicians have diagnosed cancers primarily based on the morphology of tumor cells or tissues. However, this method does not always give an accurate diagnosis and does not allow clinicians to effectively assess the complex molecular alterations that are predictive of cancer progression. As genomics and proteomics do not yet allow a full access to this molecular knowledge, aptamer probes represent one effective and practical avenue toward this goal. One special feature of aptamers is that we can isolate them by selection against cancer cells without prior knowledge of the number and arrangement of proteins on the cellular surface. These probes can identify molecular differences between normal and tumor cells and can discriminate among tumor cells of different classifications, at different disease stages, or from different patients. This Account summarizes our recent efforts to develop aptamers through cell-SELEX for the study of cancer and apply those aptamers in cancer diagnosis and therapy. We first discuss how we select aptamers against live cancer cells. We then describe uses of these aptamers. Aptamers can serve as agents for molecular profiling of specific cancer types. They can also be used to modify therapeutic reagents to develop targeted cancer therapies. Aptamers are also aiding the discovery of new cancer biomarkers through the recognition of membrane protein targets. Importantly, we demonstrate how molecular assemblies can integrate the properties of aptamers and, for example, nanoparticles or microfluidic devices, to improve cancer cell enrichment, detection and therapy.

Early and accurate detection of cancer often requires time-consuming techniques and expensive instrumentation. To address these limitations, we developed a colorimetric assay for the direct detection of diseased cells. The assay uses aptamer-conjugated gold nanoparticles to combine the selectivity and affinity of aptamers and the spectroscopic advantages of gold nanoparticles to allow for the sensitive detection of cancer cells. Samples with the target cells present exhibited a distinct color change while nontarget samples did not elicit any change in color. The assay also showed excellent sensitivity with both the naked eye and based on absorbance measurements. In addition, the assay was able to differentiate between different types of target and control cells based on the aptamer used in the assay indicating the wide applicability of the assay for diseased cell detection. On the basis of these qualities, aptamer-conjugated gold nanoparticles could become a powerful tool for point of care diagnostics.

Bifunctional Fe3O4@Ag nanoparticles with both superparamagnetic and antibacterial properties were prepared by reducing silver nitrate on the surface of Fe3O4 nanoparticles using the water-in-oil microemulsion method. Formation of well-dispersed nanoparticles with sizes of 60 ± 20 nm was confirmed by transmission electron microscopy and dynamic light scattering. X-ray diffraction patterns and UV–visible spectroscopy indicated that both Fe3O4 and silver are present in the same particle. The superparamagnetism of Fe3O4@Ag nanoparticles was confirmed with a vibrating sample magnetometer. Their antibacterial activity was evaluated by means of minimum inhibitory concentration value, flow cytometry, and antibacterial rate assays. The results showed that Fe3O4@Ag nanoparticles presented good antibacterial performance against Escherichia coli (gram-negative bacteria), Staphylococcus epidermidis (gram-positive bacteria) and Bacillus subtilis (spore bacteria). Furthermore, Fe3O4@Ag nanoparticles can be easily removed from water by using a magnetic field to avoid contamination of surroundings. Reclaimed Fe3O4@Ag nanoparticles can still have antibacterial capability and can be reused.

The rapid and sensitive determination of pathogenic bacteria is extremely important in biotechnology, medical diagnosis, and the current fight against bioterrorism. Current methods either lack ultrasensitivity or take a long time for analysis. Here, we report a bioconjugated nanoparticle-based bioassay for in situ pathogen quantification down to single bacterium within 20 min. The bioconjugated nanoparticle provides an extremely high fluorescent signal for bioanalysis and can be easily incorporated with biorecognition molecules, such as antibody. The antibody-conjugated nanoparticles can readily and specifically identify a variety of bacterium, such as Escherichia coli O157:H7, through antibody–antigen interaction and recognition. The single-bacterium-detection capability within 20 min has been confirmed by the plate-counting method and realized by using two independent optical techniques. The two detection methods correlated extremely well. Furthermore, we were able to detect multiple bacterial samples with high throughput by using a 384-well microplate format. To show the usefulness of this assay, we have accurately detected 1–400 E. coli O157 bacterial cells in spiked ground beef samples. Our results demonstrate the potential for a broad application of bioconjugated nanoparticles in practical biotechnological and medical applications in various biodetection systems. The ultimate power of integrating bionanotechnology into complex biological systems will emerge as a revolutionary tool for ultrasensitive detection of disease markers and infectious agents.

We report an effective, novel self-assembled single-wall carbon nanotube (SWNT) complex with an oligonucleotide and demonstrate its feasibility in recognizing and detecting specific DNA sequences in a single step in a homogeneous solution. The key component of this complex is the hairpin-structured fluorescent oligonucleotide that allows the SWNT to function as both a "nanoscaffold" for the oligonucleotide and a "nanoquencher" of the fluorophore. Given this functionality, this carbon nanotube complex represents a new class of universal fluorescence quenchers that are substantially different from organic quenchers and should therefore have many applications in molecular engineering and biosensor development. Competitive binding of a DNA target and SWNTs with the oligonucleotide results in fluorescence signal increments relative to the fluorescence without a target as well as in marked fluorescence quenching. In contrast to the common loop-and-stem configuration of molecular beacons (MBs), this novel fluorescent oligonucleotide needs only one labeled fluorophore, yet the emission can be measured with little or no background interference. This property greatly improves the signal-to-background ratio compared with those for conventional MBs, while the DNA-binding specificity is still maintained by the MB. To test the interaction mechanisms of the fluorescent oligonucleotide with SWNTs and target DNA, thermodynamic analysis and fluorescence anisotropy measurements, respectively, were applied. Our results show that MB/SWNT probes can be an excellent platform for nucleic acid studies and molecular sensing.