Abstract It is currently accepted that Wnt receptors, Frizzleds (Fzd), have high functional redundancy, making individual receptors challenging to target therapeutically. Specifically, Fzd2 is believed to be functionally redundant with Fzd1 and Fzd7, findings which were based largely on previously published global knockout mouse studies. Conversely, a Fzd2 global knockout mouse model developed by the International Mouse Phenotype Consortium (IMPC) is early embryonic lethal, suggesting Fzd2 is critical for early embryonic development. If global deletion of Fzd2 leads to early lethality, floxed models are necessary to identify tissue-specific phenotypes. We found that a previously published Fzd2 flox model does not fully delete Fzd2 function. To reconcile the contradictory findings in Fzd2 mouse models and allow for tissue-specific studies of Fzd2, we have generated a new flox model using a modified two-cell homologous recombination CRISPR approach. We demonstrated successful simultaneous insertion of two loxP sites fully surrounding the Fzd2 gene and confirmed cre-mediated recombination deletes the sequence between the loxP sites leading to a Fzd2 null allele. Preliminary studies suggest global knockouts are early embryonic lethal and full characterization of the tissue-specific effects of Fzd2 deletion is currently underway. This work suggests Fzd2 uniquely regulates development and emphasizes the importance of thorough validation of newly generated mouse models.

Abstract ZNRF3 and RNF43 are closely related transmembrane E3 ubiquitin ligases with significant roles in development and cancer. Conventionally, their biological functions have been associated with regulating WNT signaling receptor ubiquitination and degradation. However, our proteogenomic studies have revealed EGFR as the most negatively correlated protein with ZNRF3/RNF43 mRNA levels in multiple human cancers. Through biochemical investigations, we demonstrate that ZNRF3/RNF43 interact with EGFR via their extracellular domains, leading to EGFR ubiquitination and subsequent degradation facilitated by the E3 ligase RING domain. Overexpression of ZNRF3 reduces EGFR levels and suppresses cancer cell growth in vitro and in vivo , whereas knockout of ZNRF3 / RNF43 stimulates cell growth and tumorigenesis through upregulated EGFR signaling. Together, these data highlight ZNRF3 and RNF43 as novel E3 ubiquitin ligases of EGFR and establish the inactivation of ZNRF3/RNF43 as a driver of increased EGFR signaling, ultimately promoting cancer progression. This discovery establishes a connection between two fundamental signaling pathways, EGFR and WNT, at the level of cytoplasmic membrane receptor, uncovering a novel mechanism underlying the frequent co-activation of EGFR and WNT signaling in development and cancer.

ABSTRACT FRIZZLED-2 (FZD2) is a transmembrane Wnt ligand receptor. We previously identified a pathogenic human FZD2 variant, encoding for a protein with a premature stop and loss of 17 amino acids. This includes a portion of the consensus DISHEVELLED binding sequence required for Wnt signal transduction. Patients with this variant exhibited FZD2-associated autosomal dominant Robinow Syndrome. To model this variant, we utilized zygote microinjection and i -GONAD-based CRISPR/Cas9-mediated genome editing to generate an allelic series in the mouse. Embryos mosaic for humanized Fzd2 W553* knock-in exhibited cleft palate and shortened limbs, consistent with FZD2 W548* patient phenotypes. We also generated two germline mouse alleles with small deletions, Fzd2 D3 and Fzd2 D4 . Homozygotes for each allele survive embryonic development at normal ratios but exhibit a highly penetrant cleft palate phenotype, shortened limbs compared to wild-type and perinatal lethality. Fzd2 D4 craniofacial tissues indicated decreased canonical WNT signaling. In utero treatment with IIIC3a (DKK inhibitor) normalized the limb lengths in Fzd2 D4 homozygotes. The in vivo replication represents an approach to further investigate the mechanism of FZD2 phenotypes and validates the utility of CRISPR knock-in mice as a tool for demonstrating pathogenicity of human genetic variants. We also present evidence for a potential therapeutic intervention.

Osteocalcin (OCN), the most abundant non-collagenous protein in the bone matrix, is reported to be a bone-derived endocrine hormone with wide-ranging effects on many aspects of physiology, including glucose metabolism and male fertility. Many of these observations were made using an OCN-deficient mouse allele (Osc-) in which the 2 OCN-encoding genes in mice, Bglap and Bglap2, were deleted in ES cells by homologous recombination. Here we describe mice with a new Bglap and Bglap2 double knockout (dko) allele (Bglap/2p.Pro25fs17Ter) that was generated by CRISPR/Cas9-mediated gene editing. Mice homozygous for this new allele do not express full length Bglap or Bglap2 mRNA and have no immunodetectable OCN in their plasma. FTIR imaging of cortical and trabecular bone in these homozygous knockout animals finds alterations in the crystal size and maturity of the bone mineral, hydroxyapatite, compared to wild-type littermates; however, µCT and 3-point bending tests do not find differences from wild-type littermates with respect to bone mass and strength. In contrast to the previously reported OCN-deficient mice with the Osc- allele, blood glucose levels and male fertility in the OCN-deficient mice with Bglap/2pPro25fs17Ter allele did not have significant differences from wild-type littermates. We cannot explain the absence of endocrine effects in mice with this new knockout allele. Potential explanations include effects of each mutated allele on the transcription of neighboring genes, and differences in genetic background and environment. So that our findings can be confirmed and extended by other interested investigators, we are donating this new Bglap and Bglap2 double knockout strain to The Jackson Laboratory for academic distribution.

Purpose: Rhabdoid tumor is a pediatric cancer characterized by the biallelic inactivation of SMARCB1, a subunit of the SWI/SNF chromatin remodeling complex. SMARCB1 inactivation leads to SWI/SNF redistribution to favor a proliferative dedifferentiated cellular state. Although this deletion is the known oncogenic driver, SWI/SNF therapeutic targeting remains a challenge. Experimental Design: We define a novel epigenetic mechanism for mithramycin using biochemical fractionation, chromatin immunoprecipitation sequencing (ChIP-seq), and a dual spike-in assay for transposase accessible chromatin sequencing (ATAC-seq). We correlate epigenetic reprogramming with changes with chromatin A/B compartments and promoter accessibility with chromHMM models and RNA-seq. Finally, we demonstrate durable, marked tumor response in an intramuscular rhabdoid tumor xenograft model. Results: Here we show mithramycin and a second-generation analogue EC8042 evict mutated SWI/SNF from chromatin and are effective in rhabdoid tumor. SWI/SNF blockade triggers chromatin compartment remodeling and promoter reprogramming leading to differentiation and amplification of H3K27me3, the catalytic mark of PRC2. Treatment of rhabdoid rumor xenografts with EC8042 leads to marked, durable tumor regression and differentiation of the tumor tissue into benign mesenchymal tissue, including de novo bone formation. Conclusion: Overall, this study identifies a novel therapeutic candidate for rhabdoid tumor and an approach that may be applicable to the 20% of cancers characterized by mutated SWI/SNF.

The study of galectin-3 is complicated by its ability to function both intracellularly and extracellularly. While the mechanism of galectin-3 secretion is unclear, studies have shown that the mutation of a highly conserved arginine to a serine in human galectin-3 (LGALS3-R186S) blocks glycan binding and secretion. To gain insight into the roles of extracellular and intracellular functions of galectin-3, we generated mice with the equivalent mutation (Lgals3-R200S) using CRISPR/Cas9-directed homologous recombination. Consistent with a reduction in galectin-3 secretion, we observed significantly reduced galectin-3 protein levels in the plasma of heterozygous and homozygous mutant mice. We observed a similar increased bone mass phenotype in Lgals3-R200S mutant mice at 36 weeks as we previously observed in Lgals3-KO mice with slight variation. Like Lgals3-KO mice, Lgals3-R200S females, but not males, had significantly increased trabecular bone mass. However, only male Lgals3-R200S mice showed increased cortical bone expansion, which we had previously observed in both male and female Lgals3-KO mice and only in female mice using a separate Lgals3 null allele (Lgals3). These results suggest that the trabecular bone phenotype of Lgals3-KO mice was driven primarily by loss of extracellular galectin-3. However, the cortical bone phenotype of Lgals3-KO mice may have also been influenced by loss of intracellular galectin-3. Future analyses of these mice will aid in identifying the cellular and molecular mechanisms that contribute to the Lgals3-deficient bone phenotype as well as aid in distinguishing the extracellular vs. intracellular roles of galectin-3 in various signaling pathways.

Abstract Loss-of-function mutations in the Wnt co-receptor, low-density lipoprotein receptor-related protein 5 (LRP5), result in familial exudative vitreoretinopathy (FEVR), osteoporosis-pseudoglioma syndrome (OPPG), and Norrie disease. CRISPR/Cas9 gene editing was used to produce rat strains deficient in Lrp5. The purpose of this study was to validate this rat model for studies of hypovascular, exudative retinopathies. The retinal vasculature of wildtype and Lrp5 knockout rats was stained with Giffonia simplifolia isolectin B 4 and imaged by fluorescence microscopy. Effects on retinal structure were investigated by histology. The integrity of the blood-retina barrier was analyzed by staining for claudin-5 and measurement of permeability to Evans blue dye. Retinas were imaged by fundus photography and SD-OCT, and electroretinograms were recorded. Lrp5 gene deletion led to sparse superficial retinal capillaries and loss of the deep and intermediate plexuses. Autofluorescent exudates were observed, correlated with absence of claudin-5 expression in superficial vessels and increased Evans blue permeability. OCT images show pathology similar to OCT of humans with FEVR, and retinal thickness is reduced by 50% compared to wild-type rats. Histology and OCT reveal that photoreceptor and outer plexiform layers are absent. The retina failed to demonstrate an ERG response. CRISPR/Cas9 gene-editing produced a predictable rat Lrp5 knockout model with extensive defects in the retinal vascular and neural structure and function. This rat model should be useful for studies of exudative retinal vascular diseases involving the Wnt and norrin pathways.

Humans carrying homozygous loss-of-function mutations in the Wnt co-receptor LRP5 (low-density lipoprotein receptor–related protein 5) develop osteoporosis and a defective retinal vasculature known as familial exudative vitreoretinopathy (FEVR) due to disruption of the Wnt signaling pathway. The purpose of this study was to use CRISPR/Cas9-mediated gene editing to create strains of Lrp5-deficient rats and to determine whether knockout of Lrp5 resulted in phenotypes that model the bone and retina pathology in LRP5-deficient humans. Knockout of Lrp 5 in rats produced low bone mass, decreased bone mineral density, and decreased bone size. The superficial retinal vasculature of Lrp5-deficient rats was sparse and disorganized, with extensive exudates and decreases in vascularized area, vessel length, and branch point density. This study showed that Lrp 5 could be predictably knocked out in rats using CRISPR/Cas9, causing the expression of bone and retinal phenotypes that will be useful for studying the role of Wnt signaling in bone and retina development and for research on the treatment of osteoporosis and FEVR.