N6-methyladenosine (m6A) is an abundant internal modification of messenger RNA (mRNA) that has been reported recently in thousands of mammalian mRNAs and long non-coding RNAs (lncRNAs). Zhao and colleagues identify two methyltransferases responsible for this modification in mammalian cells, and demonstrate that they are required for embryonic stem cell self-renewal maintenance through an effect of the modification on the degradation of developmental regulator transcripts. N6-methyladenosine (m6A) has been identified as the most abundant internal modification of messenger RNA in eukaryotes1. m6A modification is involved in cell fate determination in yeast2,3 and embryo development in plants4,5. Its mammalian function remains unknown but thousands of mammalian mRNAs and long non-coding RNAs (lncRNAs) show m6A modification6,7 and m6A demethylases are required for mammalian energy homeostasis and fertility8,9. We identify two proteins, the putative m6A MTase, methyltransferase-like 3 (Mettl3; ref. 10), and a related but uncharacterized protein Mettl14, that function synergistically to control m6A formation in mammalian cells. Knockdown of Mettl3 and Mettl14 in mouse embryonic stem cells (mESCs) led to similar phenotypes, characterized by lack of m6A RNA methylation and lost self-renewal capability. A large number of transcripts, including many encoding developmental regulators, exhibit m6A methylation inversely correlated with mRNA stability and gene expression. The human antigen R (HuR) and microRNA pathways were linked to these effects. This gene regulatory mechanism operating in mESCs through m6A methylation is required to keep mESCs at their ground state and may be relevant to thousands of mRNAs and lncRNAs in various cell types.

More than half of the ~20,000 protein-encoding human genes have at least one paralog. Chemical proteomics has uncovered many electrophile-sensitive cysteines that are exclusive to a subset of paralogous proteins. Here, we explore whether such covalent compound-cysteine interactions can be used to discover ligandable pockets in paralogs that lack the cysteine. Leveraging the covalent ligandability of C109 in the cyclin CCNE2, we mutated the corresponding residue in paralog CCNE1 to cysteine (N112C) and found through activity-based protein profiling (ABPP) that this mutant reacts stereoselectively and site-specifically with tryptoline acrylamides. We then converted the tryptoline acrylamide-N112C-CCNE1 interaction into a NanoBRET-ABPP assay capable of identifying compounds that reversibly inhibit both N112C- and WT-CCNE1:CDK2 complexes. X-ray crystallography revealed a cryptic allosteric pocket at the CCNE1:CDK2 interface adjacent to N112 that binds the reversible inhibitors. Our findings thus provide a roadmap for leveraging electrophile-cysteine interactions to extend the ligandability of the proteome beyond covalent chemistry.

Abstract SAM and HD domain containing deoxynucleoside triphosphate triphosphohydrolase 1 (SAMHD1) is driven into its activated tetramer form by binding of GTP activator and dNTP activators/substrates. In addition, the inactive monomeric and dimeric forms of the enzyme bind to single-stranded (ss) nucleic acids. During DNA replication SAMHD1 can be phosphorylated by CDK1 and CDK2 at its C-terminal threonine 592 (pSAMHD1), enabling the enzyme to localize to stalled replication forks (RFs) and promote their restart. Since localization of a potent dNTPase at stalled RFs is not harmonious with DNA replication, we used a series of kinetic and thermodynamic measurements to explore a hypothesis where the combined effects of T592 phosphorylation and ssDNA binding serves as a dual switch to turn-off SAMHD1 dNTPase activity. We report that phosphorylation has only a small effect on the dNTPase activity and ssDNA binding affinity of SAMHD1. However, perturbation of the native T592 by phosphorylation decreased the thermal stability of tetrameric SAMHD1 and accelerated tetramer dissociation in the absence and presence of ssDNA (~15-fold). In addition, we found that ssDNA binds competitively with GTP to the A1 site. A full-length SAMHD1 cryo-EM structure revealed substantial baseline dynamics in the C-terminal domain (which contains T592) which may be modulated by phosphorylation. We propose that T592 phosphorylation increases tetramer dynamics and allows invasion of ssDNA into the A1 site and the previously characterized DNA binding surface at the dimer-dimer interface. These features are consistent with rapid and regiospecific inactivation of pSAMHD1 dNTPase at RFs or other sites of free ssDNA in cells.