Abstract Programmable nucleases have enabled rapid and accessible genome engineering in eukaryotic cells and living organisms. However, their delivery into target cells can be technically challenging when working with primary cells or in vivo . Using engineered murine leukemia virus-like particles loaded with Cas9/sgRNA ribonucleoproteins (“Nanoblades”), we were able to induce efficient genome-editing in cell lines and primary cells including human induced pluripotent stem cells, human hematopoietic stem cells and mouse bone-marrow cells. Transgene-free Nanoblades were also capable of in vivo genome-editing in mouse embryos and in the liver of injected mice. Nanoblades can be complexed with donor DNA for “all-in-one” homology-directed repair or programmed with modified Cas9 variants to mediate transcriptional up-regulation of target genes. Nanoblades preparation process is simple, relatively inexpensive and can be easily implemented in any laboratory equipped for cellular biology.

Mutations in the DMD gene lead to Duchenne muscular dystrophy, a severe X-linked neuromuscular disorder which manifests itself as young boys acquire motor functions. DMD is diagnosed after 2 to 4 years, but the absence of dystrophin has an impact before symptoms appear in patients, which poses a serious challenge in the optimization of standards of care. In this report, we investigated the early consequences of dystrophin deficiency during skeletal muscle development. We used single-cell transcriptome profiling to characterize the myogenic trajectory of human pluripotent stem cells and showed that DMD cells bifurcate to an alternative branch when they reach the somite stage. Here, dystrophin deficiency was linked to marked dysregulations of cell junction families involved in the cell state transitions characteristic of somitogenesis. Altogether, this work demonstrates that in vitro, dystrophin deficiency has early consequences during myogenic development, which should be considered in future therapeutic strategies for DMD.

Duchenne muscular dystrophy (DMD) causes severe disability of children and death of young men, with an incidence of approximately 1/5,000 male births. Symptoms appear in early childhood, with a diagnosis made around 4 years old, a time where the amount of muscle damage is already significant, preventing early therapeutic interventions that could be more efficient at halting disease progression. In the meantime, the precise moment at which disease phenotypes arise - even asymptomatically - is still unknown. Thus, there is a critical need to better define DMD onset as well as its first manifestations, which could help identify early disease biomarkers and novel therapeutic targets. In this study, we have used human induced pluripotent stem cells (hiPSCs) from DMD patients to model skeletal myogenesis, and compared their differentiation dynamics to healthy control cells by a comprehensive multi-omics analysis. Transcriptome and miRnome comparisons combined with protein analyses at 7 time points demonstrate that hiPSC differentiation 1) mimics described DMD phenotypes at the differentiation endpoint; and 2) homogeneously and robustly recapitulates key developmental steps - mesoderm, somite, skeletal muscle - which offers the possibility to explore dystrophin functions and find earlier disease biomarkers. Starting at the somite stage, mitochondrial gene dysregulations escalate during differentiation. We also describe fibrosis as an intrinsic feature of skeletal muscle cells that starts early during myogenesis. In sum, our data strongly argue for an early developmental manifestation of DMD whose onset is triggered before the entry into the skeletal muscle compartment, data leading to a necessary reconsideration of dystrophin functions during muscle development.### Competing Interest StatementThe authors have declared no competing interest.

This study investigates the functional characteristics of induced pluripotent stem cell-derived muscle cells (hiPSC-skMCs) from Duchenne muscular dystrophy (DMD) patients, focusing on their regulation of intracellular calcium concentration. DMD, a progressive muscle degenerative disease, arises from mutations in the dystrophin gene and is characterized by elevated intracellular calcium levels, exacerbating disease progression. This work highlights that DMD hiPSC-skMCs demonstrate unique calcium signatures with increased intracellular calcium compared to healthy counterparts. These cells also exhibit both heightened calcium response when stimulated by electrical fields or acetylcholine and more pronounced constitutive calcium entries. While RNAseq data from these cells reaffirmed known dysregulation mechanisms seen in other dystrophin-deficient models, certain pathways like purinergic or store-operated calcium entries did not show disruption in this DMD model. This discrepancy suggests that not all mechanisms observed in animal models may be equally relevant in human cases, pointing towards specific molecular targets that could be more effective for DMD treatment strategies.

Duchenne muscular dystrophy (DMD) is an X-linked progressive muscle degenerative disease, caused by mutations in the dystrophin gene and resulting in premature death. As a major secondary event, an abnormal elevation of the intracellular calcium concentration in the dystrophin-deficient muscle contributes to disease progression in DMD. In this study, we investigated the specific functional features of induced pluripotent stem cell-derived muscle cells (hiPSC-skMCs) generated from DMD patients to regulate intracellular calcium concentration. As compared to healthy hiPSC-skMCs, DMD hiPSC-skMCs displayed specific spontaneous calcium signatures with high levels of intracellular calcium concentration. Furthermore, stimulations with electrical field or with acetylcholine perfusion induced higher calcium response in DMD hiPSC-skMCs as compared to healthy cells. Finally, Mn2+ quenching experiments demonstrated high levels of constitutive calcium entries in DMD hiPSC-skMCs as compared to healthy cells. Our findings converge on the fact that DMD hiPSC-skMCs display intracellular calcium dysregulation as demonstrated in several other models. Observed calcium disorders associated with RNAseq analysis on these DMD cells highlighted some mechanisms, such as spontaneous and activated sarcoplasmic reticulum (SR) releases or constitutive calcium entries, known to be disturbed in other dystrophin-deficient models. However, store operated calcium entries (SOCEs) were not found to be dysregulated in our DMD hiPSC-skMCs model. These results suggest that all the mechanisms of calcium impairment observed in other animal models may not be as pronounced in humans and could point to a preference for certain mechanisms that could correspond to major molecular targets for DMD therapies.

Mutations in the

Abstract Background Duchenne Muscular Dystrophy (DMD) is a severe muscle disease caused by impaired expression of dystrophin. While mitochondrial dysfunction is thought to play an important role in DMD, the mechanism of this dysfunction remains to be clarified. We recently identified in DMD and in other muscular dystrophies the upregulation of a large number of the Dlk1-Dio3 clustered miRNAs (DD-miRNAs), in both the muscle and the serum. The objective of the present study was to define the biological functions of DD-miRNAs in skeletal muscle, particularly in the context of muscular dystrophy. Methods DD-miRNAs expression pattern was characterized in vitro and in vivo , in normal and dystrophic situations. Epigenomic characterization was performed, to elucidate the molecular control of DD-miRNAs dysregulation. The biological effect of muscle DD-miRNAs dysregulation was investigated by an in vivo simultaneous overexpression of 14 DD-miRNAs in the wild-type muscle, together with CRISPR-Cas9-based knockdown of the entire DD-miRNA cluster in an iPS-derived myotubes. Omics data and bioinformatics tools were used for the prediction of DD-miRNAs biological functions, and functional characterization of mitochondrial pathways was performed. Results We found that DD-miRNAs dysregulation is not specific to DMD since observed in mouse models for other muscular dystrophies. We showed that DD-miRNAs expression in mdx, is reduced in satellite cells, but highly upregulated in regenerating myofibers, suggesting a myofibers origin of DD6miRNA upregulation in muscular dystrophy in both muscles and serum. We demonstrated that upregulation of DD-miRNAs in the dystrophic muscle is controlled epigenetically by DNA and histone methylation (p<0.0001 and p=0.001, respectively) at the Intergenic Differentially Methylated Region (IG-DMR) of Dlk1-Dio3 locus. Transcriptomic analysis revealed a substantial overlap between the dystrophic muscle of the mdx mouse and the normal muscle that overexpressed 14 DD-miRNAs. Bioinformatics analysis predicted that DD-miRNAs could regulate mitochondrial functions. The ectopic overexpression of 14 DD-miRNAs, in the healthy muscle, resulted in a drastic downregulation of mitochondrial oxidative phosphorylation (OxPhos) (NES=-2.8, p=8.7E-17), similarly to the level in dystrophic muscles of mdx mice and DMD patients (NES=-2.88, p=7.7E-28). Knocking down the entire DD-miRNA cluster in iPS-derived myotubes resulted in increased mitochondrial OxPhos expression and activities. Conclusions The present study provides evidence for the modulation of mitochondrial activity in the dystrophic muscle by the upregulated DD-miRNAs and supports an updated model for mitochondrial dysfunction in DMD. The regulation of mitochondrial OxPhos by DD-miRNAs may have a broader impact beyond DMD in physiological and pathological situations of muscle adaptation and regeneration.