Nonfibrillar soluble oligomers, which are intermediates in the transition from monomers to amyloid fibrils, may be the toxic species in Alzheimer's disease. To monitor the early events that direct assembly of amyloidogenic peptides we probe the dynamics of formation of ( A β 16–22 ) n by adding a monomer to a preformed ( A β 16–22 ) n −1 ( n = 4–6) oligomer in which the peptides are arranged in an antiparallel β-sheet conformation. All atom molecular dynamics simulations in water and multiple long trajectories, for a cumulative time of 6.9 μs, show that the oligomer grows by a two-stage dock–lock mechanism. The largest conformational change in the added disordered monomer occurs during the rapid (≈50 ns) first dock stage in which the β-strand content of the monomer increases substantially from a low initial value. In the second slow-lock phase, the monomer rearranges to form in register antiparallel structures. Surprisingly, the mobile structured oligomers undergo large conformational changes in order to accommodate the added monomer. The time needed to incorporate the monomer into the fluid-like oligomer grows even when n = 6, which suggests that the critical nucleus size must exceed six. Stable antiparallel structure formation exceeds hundreds of nanoseconds even though frequent interpeptide collisions occur at elevated monomer concentrations used in the simulations. The dock–lock mechanism should be a generic mechanism for growth of oligomers of amyloidogenic peptides.

Abstract Several mechanisms intrinsic to a protein’s primary structure are known to cause monomeric protein misfolding. Coarse-grained simulations, in which multiple atoms are represented by a single interaction site, have predicted a novel mechanism of misfolding exists involving off-pathway, non-covalent lasso entanglements, which are distinct from protein knots and slip knots. These misfolded states can be long-lived kinetic traps, and in some cases are structurally similar to the native state according to those simulations. Here, we examine whether such misfolded states occur in long-time-scale, physics-based all-atom simulations of protein folding. We find they do indeed form, estimate they can persist for weeks, and some have characteristics similar to the native state. Digestion patterns from Limited Proteolysis Mass Spectrometry are consistent with the presence of changes in entanglement in these proteins. These results indicate monomeric proteins can exhibit subpopulations of misfolded, self-entangled states that can explain long-timescale changes in protein structure and function in vivo . One-Sentence Summary Entangled misfolded states form in physics-based all-atom simulations of protein folding and have characteristics similar to the native state.

Abstract Experiments have shown that non-structural protein 1 (NSP1) of SARS-CoV-2 is a factor that restricts cellular gene expression and prevents mRNA translation in the ribosome 40S subunit. However, the molecular mechanism of this phenomenon remains unclear. To clarify this issue, all-atom steered molecular dynamics and coarse-grained alchemical simulations were used to compare the binding affinity of mRNA to 40S ribosome in the absence and presence of NSP1. We found that NSP1 binding to the 40S ribosome dramatically increases the binding affinity of mRNA, which, in agreement with experiment, suggests that NSP1 can stall mRNA translation. The mRNA translation has been found to be driven by electrostatic mRNA-40S ribosome interactions. Water molecules have been demonstrated to play an important role in stabilizing the mRNA-40S ribosome complex. The NSP1 residues that are critical in triggering a translation arrest have been identified.

The binding of the virus to host cells is the first step in viral infection. Human cell angiotensin converting enzyme 2 (ACE2) is the most popular receptor for severe acute respiratory syndrome coronavirus 2 (SARS-CoV-2), while other receptors have recently been observed in experiments. Neuropilin-1 protein (NRP1) is one of them, but the mechanism of its binding to the wild type (WT) and different variants of the virus remain unclear at the atomic level. In this work, all-atom umbrella sampling simulations were performed to clarify the binding mechanism of NRP1 to the spike protein fragments 679–685 of the WT, Delta, and Omicron BA.1 variants. We found that the Delta variant binds most strongly to NRP1, while the affinity for Omicron BA.1 slightly decreases for NRP1 compared to that of WT, and the van der Waals interaction plays a key role in stabilizing the studied complexes. The change in the protonation state of the His amino acid results in different binding free energies between variants. Consistent with the experiment, decreasing the pH was shown to increase the binding affinity of the virus to NRP1. Our results indicate that Delta and Omicron mutations not only affect fusogenicity but also affect NRP1 binding. In addition, we argue that viral evolution does not further improve NRP1 binding affinity which remains in the μM range but may increase immune evasion.

Intrinsically disordered proteins (IDPs) pose challenges to conventional experimental techniques due to their large-scale conformational fluctuations and transient structural elements. This work presents computational methods for studying IDPs at various resolutions using the Amber and Gromacs packages with both all-atom (Amber ff19SB with the OPC water model) and coarse-grained (Martini 3 and SIRAH) approaches. The effectiveness of these methodologies is demonstrated by examining the monomeric form of amyloid-β (Aβ42), an IDP, with and without disulfide bonds at different resolutions. Our results clearly show that the addition of a disulfide bond decreases the β-content of Aβ42; however, it increases the tendency of the monomeric Aβ42 to form fibril-like conformations, explaining the various aggregation rates observed in experiments. Moreover, analysis of the monomeric Aβ42 compactness, secondary structure content, and comparison between calculated and experimental chemical shifts demonstrates that all three methods provide a reasonable choice to study IDPs; however, coarse-grained approaches may lack some atomistic details, such as secondary structure recognition, due to the simplifications used. In general, this study not only explains the role of disulfide bonds in Aβ42 but also provides a step-by-step protocol for setting up, conducting, and analyzing molecular dynamics (MD) simulations, which is adaptable for studying other biomacromolecules, including folded and disordered proteins and peptides.

Abstract The speed of protein synthesis can dramatically change when consecutively charged residues are incorporated into an elongating nascent protein by the ribosome. The molecular origins of this class of allosteric coupling remain unknown. We demonstrate, using multi-scale simulations, that positively charged residues generate large forces that pull the P-site amino acid away from the A-site amino acid. Negatively charged residues generate forces of similar magnitude but opposite direction. And that these conformational changes, respectively, raise and lower the transition state barrier height to peptide bond formation, explaining how charged residues mechanochemically alter translation speed. This mechanochemical mechanism is consistent with in vivo ribosome profiling data exhibiting a proportionality between translation speed and the number of charged residues, experimental data characterizing nascent chain conformations, and a previously published cryo-EM structure of a ribosome-nascent chain complex containing consecutive lysines. These results expand the role of mechanochemistry in translation, and provide a framework for interpreting experimental results on translation speed. Abstract Figure For table of contents use only.

Intrinsically disordered proteins (IDPs) present challenges to conventional experimental techniques due to their large-scale conformational fluctuations and the transient occurrence of structural elements. This work illustrates computational methods for studying IDPs at various levels of resolution. The included simulation protocol offers a step-by-step guide on how to conduct molecular dynamics (MD) simulations and analyze the results using the Amber and Gromacs packages, employing both all-atom and coarse-grained approaches. This protocol can be easily adapted to study other biomacromolecules, including folded and disordered proteins and peptides. Furthermore, it is discussed in this work how to perform standard molecular modeling operations, such as amino-acid substitutions (mutagenesis) and insertions of residues missing in a protein structure, as well as how to incorporate post-translational modifications into the simulations, such as disulfide bonds, which are often crucial for proteins to attain their physiologically functional structure. In conventional MD studies, disulfide bonds are typically fixed at the preparation step and remain unchanged throughout the simulations, unable to break or reform. Here, in contrast, a dynamic approach is presented. It involves adequate distance restraints applied to the sulfur atoms of selected cysteine residues, allowing disulfide bonds to break and reform during the simulation. The effectiveness of these methodologies is demonstrated by examining a model IDP, the monomeric form of 1-42 amyloid-β (Aβ42), both with and without disulfide bonds, at different levels of resolution. This study not only contributes to our understanding of the role of disulfide bonds but also provides detailed simulation protocols that can serve as a foundation for future investigations. Furthermore, we describe how to perform standard molecular modeling operations, such as amino-acid substitutions (mutagenesis) and insertion of missing residues, and how to incorporate post-translational modifications into the simulations, such as disulfide bonds, which are often crucial for proteins to attain their proper structure. In conventional MD studies, disulfide bonds are typically fixed at the preparation step and remain unchanged throughout the simulations, unable to break or reform. In contrast, we introduce a dynamic approach that mimics bond breaking and reforming by applying additional distance restraints to the sulfur atoms of selected cysteine residues, allowing disulfide bonds to break and reform during the simulation. We demonstrate the effectiveness of these methodologies by examining a model IDP, the monomeric form of 1-42 amyloid-β (Aβ42), both with and without disulfide bonds, at different levels of resolution. This study not only contributes to our understanding of the role of disulfide bonds but also provides detailed simulation protocols that can serve as a foundation for future investigations.

The normal synapse activity involves the release of copper and other divalent cations in the synaptic region. These ions have a strong impact on the membrane properties, especially when the membrane has charged groups, like it is the case of synapse. In this work we use an atomistic computational model of dimyristoyl-phosphatidylcholine (DMPC) membrane bilayer. We perturb this model with a simple model of divalent cation (Mg 2+ ), and with a single amyloid-β (Aβ) peptide of 42 residues, both with and without a single Cu 2+ ion bound to the N-terminus. In agreement with experimental results reported in the literature, the model confirms that divalent cations locally destabilize the DMPC membrane bilayer, and, for the first time, that the monomeric form of Aβ helps in avoiding the interactions between divalent cations and DMPC, preventing significant effects on the DMPC bilayer properties. These results are discussed in the frame of a protective role of diluted Aβ peptide floating in the synaptic region.

ABSTRACT Synonymous mutations in messenger RNAs (mRNAs) can reduce protein-protein binding affinities by more than half despite leaving the protein’s amino acid sequence unaltered. Here, we use coarse-grain simulations of protein synthesis, ejection from the ribosome, post-translational dynamics, and dimerization to understand how synonymous mutations can influence the dimerization of the two E. coli homodimers oligoribonuclease and ribonuclease T. We synthesize each protein from its wildtype, fastest- and slowest-translating synonymous mRNAs and calculate the ensemble-average interaction energy between the resulting dimers. We find, similar to experiments with other dimers, that oligoribonuclease’s dimerization is altered by synonymous mutations. Relative to wildtype, the dimer interaction energy becomes 4% and 10% stronger, respectively, when translated from its fastest- and slowest-translating mRNAs. Ribonuclease T dimerization, however, is insensitive to synonymous mutations. The structural and kinetic origin of these changes are misfolded states containing non-covalent lasso-entanglements, many of which structurally perturb the dimer interface, whose probability of occurrence depends on translation speed. Translation of the fast- and slow-translating mRNAs of oligoribonuclease decreases the population of these misfolded states relative to wildtype. For ribonuclease T, however, these misfolded populations are insensitive to synonymous mutations. Entanglements cause altered dimerization energies for oligoribonuclease as there is a significant association (odds ratio: 50) between non-native self-entanglements and weak-binding dimer conformations. These conclusions are independent of model resolution, as entangled structures persist in long-time-scale all-atom simulations. Thus, non-native changes in entanglement is a mechanism through which oligomer structure and function can be altered. SIGNIFICANCE STATEMENT Synonymous mutations affect a range of post-translational protein functions, including dimerization, without altering the amino acid sequence of the encoded protein. This suggests that proteins somehow retain a “memory” of their translation-elongation kinetics long after synthesis is complete. Here, we demonstrate that synonymous mutations can change the likelihood that nascent proteins misfold into self-entangled conformations. These self-entangled structures are similar to the native state but with key conformational perturbations that disrupt the dimer interface, reducing their ability to dimerize. Rearrangement of such self-entangled states to the native state is a slow process, offering a structural explanation for how translation-elongation kinetics can influence long-time-scale protein-protein binding affinities.

Abstract The primary event in chemical neurotransmission involves the fusion of a membrane-limited vesicle at the plasma membrane and the subsequent release of its chemical neurotransmitter cargo. The cargo itself is not known to have any effect on the fusion event. However, amphiphilic monoamine neurotransmitters (e.g. serotonin and dopamine) are known to strongly interact with lipid bilayers and to affect their mechanical properties, which can in principle impact membrane-mediated processes. Here we probe whether serotonin can enhance the association and fusion of artificial lipid vesicles in vitro . We employ Fluorescence Correlation Spectroscopy and Total Internal Reflection Fluorescence microscopy to measure the attachment and fusion of vesicles whose lipid compositions mimic the major lipid components of synaptic vesicles. We find that association between vesicles and supported lipid bilayers are strongly enhanced in a serotonin dose-dependent manner, and this drives an increase in the rate of spontaneous fusion. Molecular dynamics simulations and fluorescence spectroscopy data show that serotonin insertion increases the water content of the hydrophobic part of the bilayer. This suggests that the enhanced membrane association is likely driven by an energetically favourable drying transition. Other monoamines such as dopamine and norepinephrine, but not other related species such as tryptophan, show similar effects on membrane association. Our results reveal a lipid bilayer-mediated mechanism by which monoamines can themselves modulate vesicle fusion, potentially adding to the control toolbox for the tightly regulated process of neurotransmission in vivo . TOC graphics