Fast growth of microtubules is essential for rapid assembly of the microtubule cytoskeleton during cell proliferation and differentiation. XMAP215 belongs to a conserved family of proteins that promote microtubule growth. To determine how XMAP215 accelerates growth, we developed a single-molecule assay to visualize directly XMAP215-GFP interacting with dynamic microtubules. XMAP215 binds free tubulin in a 1:1 complex that interacts with the microtubule lattice and targets the ends by a diffusion-facilitated mechanism. XMAP215 persists at the plus end for many rounds of tubulin subunit addition in a form of “tip tracking.” These results show that XMAP215 is a processive polymerase that directly catalyzes the addition of up to 25 tubulin dimers to the growing plus end. Under some circumstances XMAP215 can also catalyze the reverse reaction, namely microtubule shrinkage. The similarities between XMAP215 and formins, actin polymerases, suggest that processive tip tracking is a common mechanism for stimulating the growth of cytoskeletal polymers.

Abstract The conserved kinesin-5 bipolar tetrameric motors slide apart microtubules during mitotic spindle assembly and elongation. Kinesin-5 bipolar organization originates from its conserved tetrameric helical minifilament, which position the C-terminal tail domains of two subunits near the N-terminal motor domains of two anti-parallel subunits (Scholey et al, 2014). This unique tetrameric structure enables kinesin-5 to simultaneously engage two microtubules and transmit forces between them, and for multiple kinesin-5 motors to organize via tail to motor interactions during microtubule sliding (Bodrug et al, 2020). Here, we show how these two structural adaptations, the kinesin-5 tail-motor domain interactions and the length of the tetrameric minifilament, determine critical aspects of kinesin-5 motility and sliding mechanisms. An x-ray structure of the 34-nm kinesin-5 minifilament reveals how the dual dimeric N-terminal coiled-coils emerge from the tetrameric central bundle. Using this structure, we generated active bipolar mini-tetrameric motors from Drosophila and human orthologs, which are half the length of native kinesin-5. Using single-molecule motility assays, we show that kinesin-5 tail domains promote mini-tetramers static pauses that punctuate processive motility. During such pauses, kinesin-5 mini-tetramers form multi-motor clusters mediated via tail to motor domain cross-interactions. These clusters undergo slow and highly processive motility and accumulate at microtubule plus-ends. In contrast to native kinesin-5, mini-tetramers require tail domains to initiate microtubule crosslinking. Although mini-tetramers are highly strained in initially aligning microtubules, they slide microtubules more efficiently than native kinesin-5, due to their decreased minifilament flexibility. Our studies reveal that the conserved kinesin-5 motor-tail mediated clustering and the length of the tetrameric minifilament are key features for sliding motility and are critical in organizing microtubules during mitotic spindle assembly and elongation.

The XMAP215/Stu2/Alp14 microtubule polymerases utilize Tumor Overexpressed Gene (TOG) domain arrays to accelerate microtubule plus-end polymerization. Structural studies suggest a microtubule polymerase model in which TOG arrays recruit four αβ-tubulins, forming large square assemblies; an array of TOG1 and TOG2 domains may then unfurl from the square state to polymerize two αβ-tubulins into protofilaments at microtubule ends. Here, we test this model using two biochemically characterized classes of fission yeast Alp14 mutants. Using in vitro reconstitution and in vivo live cell imaging, we show that αβ-tubulins recruited by TOG1 and TOG2 domains serve non-additive roles in microtubule plus-end tracking and polymerase activities. Alp14 mutants with inactivated square assembly interfaces have defects in processive plus-end tracking and poor microtubule polymerase, indicating a functional role for square assemblies in processive tracking. These studies provide functional insights into how TOG1 and TOG2 domain arrays recruit tubulins and promote polymerase at microtubule plus ends

The reorganization of microtubules in mitosis, meiosis and development requires the microtubule-severing activity of katanin. Katanin is composed of a AAA ATPase subunit and a regulatory subunit. Microtubule severing requires ATP hydrolysis by katanin's conserved AAA ATPase domains. Whereas other AAA ATPases form stable hexamers, we show that wild-type katanin only forms heterodimers and heterotetramers. Heterododecamers were only observed for an ATP hydrolysis deficient mutant in the presence of ATP, suggesting an auto-inhibition mechanism that prevents oligomerization. X-ray structures of katanin's AAA ATPase in monomeric nucleotide-free and pseudo-oligomeric ADP-bound states reveal conformational changes in AAA subdomains and N and C-terminal expansion segments that explain this auto-inhibition of assembly. These data lead to a model in which self-inhibited heterodimers bind to a microtubule, then transition into an assembly-competent conformation upon ATP binding. Microtubule-bound heterododecamers then promote tubulin extraction from the microtubule prior to oligomer dissociation.

XMAP215/Stu2/Alp14 proteins accelerate microtubule plus-end polymerization by recruiting tubulins via arrays of Tumor Overexpressed Gene (TOG) domains. The underlying mechanism of these arrays as microtubule polymerases remains unknown. Here, we describe the biochemical and structural basis for TOG domain arrays in recruiting and polymerizing tubulins. Alp14 binds four tubulins via dimeric TOG1-TOG2 arrays, each with distinct exchange rates. X-ray structures reveal pseudo-dimeric square-shaped assemblies in which four TOG domains position four unpolymerized tubulins in a polarized wheel-like configuration. Crosslinking confirms square assemblies form in solution, and inactivation of their interfaces destabilizes square organizations without influencing tubulin binding. Using an approach to modulate tubulin polymerization, we determined a X-ray structure showing an unfurled assembly in which TOG1 and TOG2 uniquely bind two polymerized tubulins. Our findings suggest a new microtubule polymerase model in which TOG arrays recruit tubulins by forming square assemblies, which then unfurl facilitating their concerted polymerization into protofilaments.

Kinesin-5 motors organize mitotic spindles by sliding apart anti-parallel microtubules. They are homotetramers composed of two antiparallel dimers placing orthogonal motor and tail domains at opposite ends of a bipolar minifilament. Here, we describe a regulatory mechanism, involving direct binding of the tail to motor domain and reveal its fundamental role in microtubule sliding motility. Biochemical analyses reveal that the tail down-regulates microtubule-activated ATP hydrolysis by specifically engaging the motor in the nucleotide-free or ADP-bound states. Cryo-EM structures reveal that the tail stabilizes a unique conformation of the motor N-terminal subdomain opening its active site. Full-length kinesin-5 motors undergo slow motility and cluster together along microtubules, while tail-deleted motors exhibit rapid motility without clustering along microtubules. The tail is critical for motors to zipper together two microtubules by generating substantial forces within sliding zones. The tail domain is essential for kinesin-5 mitotic spindle localization in vivo , which becomes severely reduced when the tail is deleted. Our studies suggest a revised microtubule-sliding model, in which tail domains directly engage motor domains at both ends of kinesin-5 homotetramers enhancing stability of the dual microtubule-bound states leading to slow motility yet high force production.

Abstract Microtubule polarity and dynamic polymerization originate from the self-association properties of the a-tubulin heterodimer. For decades, it has remained poorly understood how the tubulin cofactors, TBCD, TBCE, TBCC, and the Arl2 GTPase mediate a-tubulin biogenesis from α- and β-tubulins. Here, we use cryogenic electron microscopy to determine structures of tubulin cofactors bound to αβ-tubulin. These structures show that TBCD, TBCE, and Arl2 form a heterotrimeric cage-like TBC-DEG assembly around the a-tubulin heterodimer. TBCD wraps around Arl2 and almost entirely encircles -tubulin, while TBCE forms a lever arm that anchors along the other end of TBCD and rotates α-tubulin. Structures of the TBC-DEG-αβ-tubulin assemblies bound to TBCC reveal the clockwise rotation of the TBCE lever that twists a-tubulin by pulling its C-terminal tail while TBCD holds -tubulin in place. Altogether, these structures uncover transition states in αβ-tubulin biogenesis, suggesting a vise-like mechanism for the GTP-hydrolysis dependent a-tubulin biogenesis mediated by TBC-DEG and TBCC. These structures provide the first evidence of the critical functions of the tubulin cofactors as enzymes that regulate the invariant organization of αβ-tubulin, by catalyzing α- and β-tubulin assembly, disassembly, and subunit exchange which are crucial for regulating the polymerization capacities of αβ-tubulins into microtubules.

The reorganization of microtubules in mitosis, meiosis and development requires the microtubule-severing activity of katanin. Katanin is composed of a AAA ATPase subunit and a regulatory subunit. Microtubule severing requires ATP hydrolysis by katanin9s conserved AAA ATPase domains. Whereas other AAA ATPases form stable hexamers, we show that wild-type katanin only forms heterodimers and heterotetramers. Heterododecamers were only observed for an ATP hydrolysis deficient mutant in the presence of ATP, suggesting an auto-inhibition mechanism that prevents oligomerization. X-ray structures of katanin9s AAA ATPase in monomeric nucleotide-free and pseudo-oligomeric ADP-bound states reveal conformational changes in AAA subdomains and N and C-terminal expansion segments that explain this auto-inhibition of assembly. These data lead to a model in which self-inhibited heterodimers bind to a microtubule, then transition into an assembly-competent conformation upon ATP binding. Microtubule-bound heterododecamers then promote tubulin extraction from the microtubule prior to oligomer dissociation.

Directed active motion of motor proteins is a vital process in virtually all eukaryotic cells. Nearly a decade ago, the discovery of directionality switching of mitotic kinesin-5 motors challenged the long-standing paradigm that individual kinesin motors are characterized by an intrinsic directionality. While several kinesin motors have now been shown to exhibit context-dependent directionality that can be altered under diverse experimental conditions, the underlying mechanism remains unknown. Here, we studied clustering-induced directionality switching of the mitotic kinesin-5 Cin8, using a fluorescence-based single-molecule motility assay combined with biophysical theory. Based on the detailed characterization of the motility of single motors and clusters of Cin8, we developed a predictive molecular model, that quantitatively agrees with experimental data. This combined approach allowed us to quantify the response of Cin8 motors to external forces as well as the interactions between Cin8 motors, and thereby develop a detailed understanding of the molecular mechanism underlying directionality switching. The main insight is that directionality switching is caused by a single feature of Cin8: an asymmetric response of active motion to forces that oppose motion, here referred to as drag. This general mechanism explains why bidirectional motor proteins are capable of reversing direction in response to seemingly unrelated experimental factors including clustering, changes in the ionic strength of the buffer, increased motor density and molecular crowding, and in motility assays.