To investigate the co-development of vasculature, mesenchyme, and epithelium crucial for organogenesis and the acquisition of organ-specific characteristics, we constructed a human pluripotent stem cell-derived organoid system comprising lung or intestinal epithelium surrounded by organotypic mesenchyme and vasculature. We demonstrated the pivotal role of co-differentiating mesoderm and endoderm via precise BMP regulation in generating multilineage organoids and gut tube patterning. Single-cell RNA-seq analysis revealed organ specificity in endothelium and mesenchyme, and uncovered key ligands driving endothelial specification in the lung (e.g., WNT2B and Semaphorins) or intestine (e.g., GDF15). Upon transplantation under the kidney capsule in mice, these organoids further matured and developed perfusable human-specific sub-epithelial capillaries. Additionally, our model recapitulated the abnormal endothelial-epithelial crosstalk in patients with FOXF1 deletion or mutations. Multilineage organoids provide a unique platform to study developmental cues guiding endothelial and mesenchymal cell fate determination, and investigate intricate cell-cell communications in human organogenesis and disease.BMP signaling fine-tunes the co-differentiation of mesoderm and endoderm.The cellular composition in multilineage organoids resembles that of human fetal organs.Mesenchyme and endothelium co-developed within the organoids adopt organ-specific characteristics.Multilineage organoids recapitulate abnormal endothelial-epithelial crosstalk in FOXF1-associated disorders.

Abstract Background Valve remodeling is a complex process involving extracellular matrix organization, development of trilaminar structures, and physical elongation of valve leaflets. However, the cellular and molecular mechanisms regulating valve remodeling and their roles in congenital valve disorders remain poorly understood. Methods Semilunar valves and atrioventricular valves from healthy and age-matched human fetal hearts with pulmonary stenosis (PS) were collected. Single-Cell RNA-sequencing (scRNA-seq) was performed to determine the transcriptomic landscape of multiple valvular cell subtypes in valve remodeling and disease. Spatial localization of newly-identified cell subtypes was determined via immunofluorescence and RNA in situ hybridization. The molecular mechanisms mediating valve development was investigated utilizing primary human fetal heart valve interstitial cells (VICs) and endothelial cells (VECs). Results scRNA-seq analysis of healthy human fetal valves identified a novel APOE + elastin-producing VIC subtype (Elastin-VICs) spatially located underneath VECs sensing the unidirectional flow. Knockdown of APOE in fetal VICs resulted in significant elastogenesis defects. In pulmonary valve with PS, we observed decreased expression of APOE and other genes regulating elastogenesis such as EMILIN1 and LOXL1 , as well as elastin fragmentation. These findings suggested the crucial role of APOE in regulating elastogenesis during valve remodeling. Furthermore, cell-cell interaction analysis revealed that JAG1 from unidirectional VECs activates NOTCH signaling in Elastin-VICs through NOTCH3. In vitro Jag1 treatment in VICs increased elastogenesis, while similar observations were found in VICs co-cultured with VECs in the presence of unidirectional flow. Notably, we found that the JAG1-NOTCH3 signaling pair was drastically reduced in the PS valves. Lastly, we demonstrated that APOE is indispensable for JAG1-induced NOTCH activation in VICs, reinforcing the presence of a synergistic intrinsic and external regulatory network involving APOE and NOTCH signaling that is responsible for regulating elastogenesis during human valve remodeling. Conclusion scRNA-seq analysis of human fetal valves identified a novel Elastin-VIC subpopulation, and revealed mechanism of intrinsic APOE and external NOTCH signaling in regulating elastogenesis during cardiac valve remodeling. These mechanisms may contribute to deciphering the pathogenesis of elastin malformation in congenital valve diseases. Clinical Perspective What Is New? High-resolution single-cell transcriptome atlas generated from healthy human fetal heart valves and valves affected by pulmonary stenosis during the early phase of valve remodeling prior to birth. A unique subset of valve interstitial cells (VICs) that produce elastin (Elastin-VICs) was identified. Elastin-VICs specifically located underneath the valve endothelial cells (VECs) sensing unidirectional flow, and played a crucial role in elastin maturation via the expression of APOE. Elastin-VICs communicated with adjacent VECs via the JAG1-NOTCH signaling, facilitating elastin formation and valve remodeling. What Are the Clinical Implications? Elastin-VICs from patient valvular tissues with Pulmonary Stenosis exhibit decreased APOE-NOTCH signaling and elastin fragmentation. Direct targeting of APOE and NOTCH signaling could be a novel approach to promote elastin fiber formation and valve remodeling in patients with valvular defects.

Abstract Hypoplastic left heart syndrome (HLHS) is a severe form of single ventricle congenital heart disease characterized by the underdevelopment of the left ventricle. Early serial postmortem examinations revealed high rate of coronary artery abnormalities in HLHS fetal hearts, such as thickened wall, kinking arteries and ventriculo-coronary arterial connection. However, it is unclear if there is an intrinsic defect in the HLHS coronary vessels and what the underlying molecular mechanism is. Here, we profiled both human fetal heart with an underdeveloped left ventricle (ULV) and ECs differentiated from induced pluripotent stem cells (iPSCs) derived from HLHS patients at single cell resolution. CD144 + /NPR3 - vascular ECs were selected and further classified as venous, arterial and late arterial subclusters. To study the arterial EC phenotype, we specifically generated iPSC-arterial ECs (AECs, CD34 + CDH5 + CXCR4 + NT5E -/low ) derived from three HLHS patients and three age-matched healthy controls. Gene ontology analysis revealed that ULV late arterial EC subcluster showed specific defects in endothelial development, proliferation, and Notch signaling compared to control. Consistently, HLHS iPSCs exhibited impaired AEC differentiation shown as the reduced CXCR4 + NT5E -/low AEC progenitor population. Mature HLHS iPSC-AECs also exhibited increased G0/G1 cell cycle arrest with decreased expression of cell cycle related genes (e.g., Ki67, CCND1/2). Additionally, NOTCH targeted genes (e.g., DLL4, HEY1, GJA5) were found suppressed in both ULV AECs and HLHS iPSC-AECs compared to control. We also found the HLHS de novo mutation gene KMT2D directly regulated the transcription of NOTCH targeted genes participating in arterial differentiation and cell proliferation, contributing to the HLHS AEC dysfunctionalities. Intriguingly, the treatment of NOTCH ligand JAG1 improved cell proliferation of HLHS AECs and upregulated G1/S transition genes downstream of NOTCH pathway. In summary, our results revealed that KMT2D directly regulated transcription activity of NOTCH signaling, contributing to the poor differentiation and low proliferation of HLHS coronary AECs.