Epidermal growth factor (EGF) regulates cell proliferation and differentiation by binding to the EGF receptor (EGFR) extracellular region, comprising domains I-IV, with the resultant dimerization of the receptor tyrosine kinase. In this study, the crystal structure of a 2:2 complex of human EGF and the EGFR extracellular region has been determined at 3.3 A resolution. EGFR domains I-III are arranged in a C shape, and EGF is docked between domains I and III. The 1:1 EGF*EGFR complex dimerizes through a direct receptor*receptor interaction, in which a protruding beta-hairpin arm of each domain II holds the body of the other. The unique "receptor-mediated dimerization" was verified by EGFR mutagenesis.

Pombe Cdc15 homology (PCH) proteins play an important role in a variety of actin-based processes, including clathrin-mediated endocytosis (CME). The defining feature of the PCH proteins is an evolutionarily conserved EFC/F-BAR domain for membrane association and tubulation. In the present study, we solved the crystal structures of the EFC domains of human FBP17 and CIP4. The structures revealed a gently curved helical-bundle dimer of ∼220 Å in length, which forms filaments through end-to-end interactions in the crystals. The curved EFC dimer fits a tubular membrane with an ∼600 Å diameter. We subsequently proposed a model in which the curved EFC filament drives tubulation. In fact, striation of tubular membranes was observed by phase-contrast cryo-transmission electron microscopy, and mutations that impaired filament formation also impaired membrane tubulation and cell membrane invagination. Furthermore, FBP17 is recruited to clathrin-coated pits in the late stage of CME, indicating its physiological role.

The Hsp90 molecular chaperone and its Cdc37 cochaperone help stabilize and activate more than half of the human kinome. However, both the mechanism by which these chaperones assist their "client" kinases and the reason why some kinases are addicted to Hsp90 while closely related family members are independent are unknown. Our structural understanding of these interactions is lacking, as no full-length structures of human Hsp90, Cdc37, or either of these proteins with a kinase have been elucidated. Here we report a 3.9 angstrom cryo-electron microscopy structure of the Hsp90-Cdc37-Cdk4 kinase complex. Surprisingly, the two lobes of Cdk4 are completely separated with the β4-β5 sheet unfolded. Cdc37 mimics part of the kinase N lobe, stabilizing an open kinase conformation by wedging itself between the two lobes. Finally, Hsp90 clamps around the unfolded kinase β5 strand and interacts with exposed N- and C-lobe interfaces, protecting the kinase in a trapped unfolded state. On the basis of this structure and an extensive amount of previously collected data, we propose unifying conceptual and mechanistic models of chaperone-kinase interactions.

Abstract Microtubules are dynamic polymers consisting of αβ-tubulin heterodimers. The initial polymerization process, called microtubule nucleation, occurs spontaneously via αβ-tubulin. Since a large energy barrier prevents microtubule nucleation in cells, the γ-tubulin ring complex is recruited to the centrosome to overcome the nucleation barrier. However, detachment of a considerable number of microtubules from the centrosome is known to contribute to fundamental processes in cells. Here, we present evidence that minus-end-binding calmodulin-regulated spectrin-associated protein 2 (CAMSAP2) serves as a strong nucleator for microtubule formation from soluble αβ-tubulin independent of γ-tubulin. CAMSAP2 significantly reduces the nucleation barrier close to the critical concentration for microtubule polymerization by stabilizing the longitudinal contacts among αβ-tubulins. CAMSAP2 clusters together with αβ-tubulin to generate nucleation intermediates, from which numerous microtubules radiate, forming aster-like structures. Our findings suggest that CAMSAP2 supports microtubule growth by organizing a nucleation centre as well as by stabilizing microtubule nucleation intermediates.

Abstract Biomolecular assemblies govern the physiology of cells. Their function often depends on the changes in molecular arrangements of constituents, both in the positions and orientations. While recent advancements of fluorescence microscopy including super-resolution microscopy have enabled us to determine the positions of fluorophores with unprecedented accuracy, monitoring orientation of fluorescently labeled molecules within living cells in real-time is challenging. Fluorescence polarization microscopy (FPM) reports the orientation of emission dipoles and is therefore a promising solution. For imaging with FPM, target proteins need labeling with fluorescent probes in a sterically constrained manner, but due to difficulties in the rational three-dimensional design of protein connection, universal method for constrained tagging with fluorophore was not available. Here we report POLArIS, a genetically encoded and versatile probe for molecular orientation imaging. Instead of using a direct tagging approach, we used a recombinant binder connected to a fluorescent protein in a sterically constrained manner and can target arbitrary biomolecules by combining with phage-display screening. As an initial test case of POLArIS, we developed POLArIS act , which specifically binds to F-actin in living cells. We confirmed that the orientation of F-actin can be monitored by observing cells expressing POLArIS act with FPM. In living starfish early embryos expressing POLArIS act , we found actin filaments radially extending from centrosomes in association with microtubule asters during mitosis. By taking advantage of the genetically encoded nature, POLArIS can be used in a variety of living specimens including whole bodies of developing embryos and animals, and also expressed in a cell-type/tissue specific manner.

Abstract In bacteria, transcription and translation are tightly coupled, forming a transcription-translation complex (TTC) between RNA polymerase (RNAP) and the ribosome. As nascent mRNA emerging from RNAP is susceptible to ribonuclease digestion, undesired RNA folding, and R-loop formation, immediate TTC formation is important. Here, we report the cryo-electron microscopy structures that capture the translation initiation complex assembly on transcribing RNAP. As a short mRNA emerging from RNAP, the 30S ribosomal subunit binds the RNAP on its inter-subunit side, interacting with the mRNA 5’-region and the initiator tRNA. The RNAP could relocate to the canonical mRNA-entry site of 30S, threading the mRNA into a path formed between RNAP and 30S. The subsequent 50S joining establishes a TTC. These structures illustrate the transcription-coupled translation initiation, while protecting mRNA. One-Sentence Summary Cryo-EM captures the ribosome assembly on transcribing RNA polymerase in the presence of translation initiation factors.

Abstract The small molecule ISRIB antagonises the activation of the integrated stress response (ISR) by phosphorylated translation initiation factor 2, eIF2(αP). ISRIB and eIF2(αP) bind distinct sites in their common target, eIF2B, a guanine nucleotide exchange factor (GEF) for eIF2. We have found that ISRIB-mediated acceleration of eIF2B activity in vitro is observed preferentially in the presence of eIF2(αP) and is attenuated by mutations that desensitise eIF2B to the inhibitory effects of eIF2(αP). ISRIB’s efficacy as an ISR inhibitor in cells also depends on presence of eIF2(αP). Cryo-EM showed that engagement of both eIF2B regulatory sites by two eIF2(αP) molecules remodels both the ISRIB-binding pocket and the pockets that would engage eIF2α during active nucleotide exchange, thereby discouraging both binding events. In vitro, eIF2(αP) and ISRIB reciprocally opposed each other’s binding to eIF2B. These findings point to antagonistic allostery in ISRIB action on eIF2B, culminating in inhibition of the ISR.

BTB and CNC homology 1 (BACH1) represses the expression of genes involved in the metabolism of iron, heme and reactive oxygen species. While BACH1 is rapidly degraded when it is bound to heme, it remains unclear how BACH1 degradation is regulated under other conditions. We found that FBXO22, a ubiquitin ligase previously reported to promote BACH1 degradation, polyubiquitinated BACH1 only in the presence of heme in a highly purified reconstitution assay. In parallel to this regulatory mechanism, TANK binding kinase 1 (TBK1), a protein kinase that activates innate immune response and regulates iron metabolism via ferritinophagy, was found to promote BACH1 degradation when overexpressed in 293T cells. While TBK1 phosphorylated BACH1 at multiple serine and threonine residues, BACH1 degradation was observed with not only the wild-type TBK1 but also catalytically impaired TBK1. The BACH1 degradation in response to catalytically impaired TBK1 was not dependent on FBXO22 but involved both autophagy-lysosome and ubiquitin-proteasome pathways judging from its suppression by using inhibitors of lysosome and proteasome. Chemical inhibition of TBK1 in hepatoma Hepa1 cells showed that TBK1 was not required for the heme-induced BACH1 degradation. Its inhibition in Namalwa B lymphoma cells increased endogenous BACH1 protein. These results suggest that TBK1 promotes BACH1 degradation in parallel to the FBXO22- and heme-dependent pathway, placing BACH1 as a downstream effector of TBK1 in iron metabolism or innate immune response.

Abstract DNMT1 is an essential enzyme that maintains genomic DNA methylation, and its function is regulated by mechanisms that are not yet fully understood. Here, we report the cryo-EM structure of human DNMT1 bound to its two natural activators: hemimethylated DNA and ubiquitinated histone H3. We find that a hitherto unstudied linker, between the RFTS and CXXC domains, plays a key role for activation. It contains a conserved α-helix which engages a crucial "Toggle" pocket, displacing a previously described inhibitory linker, and allowing the DNA recognition helix to spring into the active conformation. This is accompanied by large-scale reorganization of the inhibitory RFTS and CXXC domains, allowing the enzyme to gain full activity. Our results therefore provide a mechanistic basis for the activation of DNMT1, with consequences for basic research and drug design.