Paroxysmal dyskinesias are episodic movement disorders that can be inherited or are sporadic in nature. The pathophysiology underlying these disorders remains largely unknown but may involve disrupted ion homeostasis due to defects in cell-surface channels or nutrient transporters. In this study, we describe a family with paroxysmal exertion-induced dyskinesia (PED) over 3 generations. Their PED was accompanied by epilepsy, mild developmental delay, reduced CSF glucose levels, hemolytic anemia with echinocytosis, and altered erythrocyte ion concentrations. Using a candidate gene approach, we identified a causative deletion of 4 highly conserved amino acids (Q282_S285del) in the pore region of the glucose transporter 1 (GLUT1). Functional studies in Xenopus oocytes and human erythrocytes revealed that this mutation decreased glucose transport and caused a cation leak that alters intracellular concentrations of sodium, potassium, and calcium. We screened 4 additional families, in which PED is combined with epilepsy, developmental delay, or migraine, but not with hemolysis or echinocytosis, and identified 2 additional GLUT1 mutations (A275T, G314S) that decreased glucose transport but did not affect cation permeability. Combining these data with brain imaging studies, we propose that the dyskinesias result from an exertion-induced energy deficit that may cause episodic dysfunction of the basal ganglia, and that the hemolysis with echinocytosis may result from alterations in intracellular electrolytes caused by a cation leak through mutant GLUT1.

Abstract The clinical spectrum associated with SCN2A de novo mutations (DNMs) continues to expand and includes autism spectrum disorder with or without seizures, in addition to early and late seizure onset developmental and epileptic encephalopathies (DEEs). Recent biophysical studies on SCN2A variants suggest that the majority of early seizure onset DEE DNMs cause gain of function. Gain of function in SCN2A, the principal sodium channel of excitatory pyramidal neurons, would result in heightened neuronal activity and is likely to underlie the pathology seen in early seizure onset DEE patients. Supratherapeutic dosing of the non-selective sodium channel blocker phenytoin, is effective in controlling seizures in these patients but does not impact neurodevelopment, raising the idea that more profound and specific reduction in SCN2A function could significantly improve clinical outcome. To test the potential therapeutic benefit of reducing SCN2A in early seizure onset DEE we centrally administered an antisense oligonucleotide (ASO) targeting mouse Scn2a (Scn2a ASO) to a mouse model of human SCN2A early seizure onset DEE. Mice were genetically engineered to harbour the human equivalent SCN2A p.R1882Q mutation (Q/+), one of the most recurrent mutations in early seizure onset DEE. Q/+ mice presented with spontaneous seizures at postnatal day (P) 1 and did not survive beyond P30. Intracerebroventricular Scn2a ASO administration into Q/+ mice between P1-2 (that reduced Scn2a mRNA levels by 50%) significantly extended lifespan and markedly reduced spontaneous seizures occurrence. Across a range of cognitive and motor behavioural tests, Scn2a ASO treated Q/+ mice were largely indistinguishable from wildtype (+/+) mice. Further improvements in survival and behaviour were seen by adjustment of dosing regimens during development. Scn2a ASO efficacy was also evident at the cellular level. Whole cell patch clamp recording showed that Scn2a ASO administration reversed changes in neuronal excitability in layer 2/3 pyramidal neurons of Q/+ mice to levels seen in +/+ mice. Safety was assessed in +/+ mice and showed a developmental stage dependent tolerability and a favourable therapeutic index. This study suggests that a human SCN2A gapmer ASO could profoundly and safely impact early seizure onset DEE patients and heralds a new era of precision therapy in neurodevelopmental disorders.

Abstract Background KCNQ2 , encoding K V 7.2 ion channels, has emerged as one of the prominent genes causing early onset seizures with developmental delay ( KCNQ2 developmental and epileptic encephalopathy; KCNQ2 -DEE). KCNQ2 de novo loss-of-function (LOF) and associated neuronal hyperexcitability have been accepted as mechanisms contributing to seizures. To investigate the developmental impact of KCNQ2 LOF, we generated patient iPSC-derived models for two previously reported de novo variants, p.(Arg325Gly) and p.(Gly315Arg), linked to severe congenital DEE. Methods Functional investigation of the two variants was initially performed in Xenopus laevis oocyte system. Patient-derived iPSC lines were differentiated using NGN2- and embryoid body-based protocols yielding neurons roughly corresponding to mid- and mid-late gestational stages, respectively. K V 7- mediated M-current, passive neuronal properties, action potential generation and spontaneous oscillatory network activities were analysed with whole-cell patch clamping. Findings Studied KCNQ2 variants showed LOF with a dominant-negative effect in the heterologous system. Reduced M-currents in patient iPSC-derived neurons corroborated a LOF as the main pathomechanism. Interestingly, this led to the reduced neuronal firing of the early neurons and to a disruption of complex oscillatory activity, with significantly reduced duration and amplitude of these events in patient iPSC-derived neurons. Interpretation We provide experimental evidence for changing roles of the M-current throughout development and place disease variant-mediated M-current reduction in the context of the neuronal maturation in the prenatal brain. Based on the reduced neuronal firing and disrupted oscillatory activity seen in patient iPSC-derived neurons, we propose that a delayed/impaired maturation of neuronal and network properties underlies KCNQ -DEE caused by LOF variants.

Ischemia reperfusion injury (IRI) is one of the major risk factors associated with primary graft dysfunction, the leading cause of early mortality in heart transplant recipients. Here, we show that the proton-gated acid-sensing ion channel 1a (ASIC1a) plays a key role during cardiac ischemia and demonstrate that ASIC1a is a promising new target to improve the tolerance of cardiac tissue to IRI. Genetic ablation of ASIC1a leads to improved functional recovery following global myocardial IRI in ex vivo mouse hearts, and this effect can be recapitulated by therapeutic blockade of ASIC1a using specific and potent venom-derived pharmacological inhibitors. Using two models of donor heart procurement and storage, we show that ASIC1a inhibition yields improved post-IRI cardiac viability and function as a pre- or post-conditioning agent, with organ recovery equal to benchmark drugs including the sodium-hydrogen exchange inhibitor, zoniporide. Using human pluripotent stem cells, we show that ASIC1a inhibition improves cardiomyocyte viability under conditions of acidosis or ischemia in vitro . At the cellular and whole organ level, we show that acute exposure to ASIC1a inhibitors have no impact on cardiac electromechanical coupling and physiological performance. Consistent with a key role for ASIC1a in human cardiac ischemia, we used summary data from GWAS to show that polymorphisms in the ASIC1 genetic locus are strongly associated with susceptibility to cardiac ischemic injuries. Collectively, our data provide compelling evidence for a novel pharmacological strategy involving ASIC1a blockade as a cardioprotective therapy to improve the viability of donor hearts exposed to myocardial ischemia.Significance Statement Ischemia-reperfusion injury (IRI) is the primary reason for early allograft failure after heart transplantation. IRI is also implicated in the pathophysiology of diverse post-ischemic heart diseases that are a leading cause of morbidity and mortality worldwide. There are currently no drugs available to protect the heart from IRI. This study uses genetic approaches to demonstrate a novel role for ASIC1a in mediating the response of the heart to IRI. In addition, we identify venom-derived ASIC1a inhibitors as novel pharmacological therapeutics for cardiovascular medicine, in particular for the preservation of donor hearts destined for transplantation.

Abstract SCN2A encodes Na V 1.2, an excitatory neuron voltage-gated sodium channel and major monogenic cause of neurodevelopmental disorders, including developmental and epileptic encephalopathies (DEE) and autism. Clinical presentation and pharmocosensitivity vary with nature of SCN2A variant dysfunction with gain-of-function (GoF) cases presenting with pre- or peri-natal seizures and loss-of-function (LoF) patients typically having infantile spasms after 6 months of age. Here, we established and assessed patient induced pluripotent stem cell (iPSC) - derived neuronal models for two recurrent SCN2A DEE variants with GoF R1882Q and LoF R853Q associated with early- and late-onset DEE, respectively. Patient-derived iPSC lines were differentiated using a Neurogenin-2 overexpression yielding populations of cortical-like glutamatergic neurons. Electrophysiological and transcriptomic profiles were assessed after 2-4 weeks in culture. Increased neuronal activity at both cellular and network level was observed for R1882Q iPSC-derived neurons at three weeks of differentiation. In contrast, R853Q neurons showed only subtle changes in excitability after four weeks in vitro . In alignment with the reported efficacy in some GoF SCN2A patients, phenytoin (sodium channel blocker) reduced excitability of neurons to the control levels in R1882Q neuronal cultures. Transcriptomic alterations in neurons were detected for each variant and convergent pathways pointed at the shared mechanisms underlying SCN2A DEE.

ABSTRACT Developmental and epileptic encephalopathies (DEE) are characterized by pharmacoresistant seizures with concomitant intellectual disability. Epilepsy of infancy with migrating focal seizures (EIMFS) is one of the most severe of these syndromes. De novo mutations in ion channels, including gain-of-function variants in KCNT1 , have been found to play a major role in the etiology of EIMFS. Here, we test a potential precision therapeutic approach in KCNT1 -associated DEE using a gene silencing antisense oligonucleotide (ASO) approach. The homozygous p.P924L (L/L) mouse model recapitulates the frequent, debilitating seizures and developmental compromise that are seen in patients. After a single intracerebroventricular bolus injection of a Kcnt1 gapmer ASO in symptomatic mice at postnatal day 40, seizure frequency was significantly reduced, behavioral abnormalities improved, and overall survival was extended compared to mice treated with a control ASO (non-hybridizing sequence). ASO administration at neonatal age was also well-tolerated and effective in controlling seizures and extending the lifespan of treated animals. The data presented here provides a proof of concept for ASO-based gene silencing as a promising therapeutic approach in KCNT1 -associated epilepsies.

Abstract SCN1A encodes Naᵥ1.1, a voltage-gated sodium channel preferentially expressed in GABAergic interneurons, and it is the major cause of Dravet Syndrome (DS), a rare condition of developmental and epileptic encephalopathy (DEE). Among over 1000 DS mutations reported to date, almost all cause SCN1A loss-of function (LoF). A reduction in NaV1.1 function in inhibitory neurons would subsequently cause an over-excitation of glutamatergic neurons resulting in seizures, which are exacerbated by the use of sodium channel blocking common anti-seizure medications (ASM). In this study we generated and assessed 3D spheroids enriched with GABAergic neurons from SCN1A DS patient to establish a 3D human-derived DS model. To investigate developmental disruptions in DS pathophysiology we profiled the transcriptome of patient-derived spheroids and subsequently, tested the capability of this 3D in vitro model to reveal the cellular mechanisms of DS and predict drug response. In summary, our patient iPSC-derived neuronal model of SCN1A DS revealed a profound dysregulation of developmental processes which correlated with functional disruption in GABAergic neurons and predicted response to fenfluramine, an ASM increasingly used for the treatment of DS.

Objective: Mild malformation of cortical development with oligodendroglial hyperplasia in epilepsy (MOGHE) is an important cause of drug-resistant epilepsy. A significant subset of individuals diagnosed with MOGHE display somatic mosaicism for loss-of-function variants in SLC35A2, which encodes the UDP-galactose transporter. We developed a mouse model to investigate the mechanism by which disruption of this transporter leads to a malformation of cortical development. Methods: We used in utero electroporation and CRISPR/Cas9 to knockout Slc35a2 in a subset of layer 2/3 cortical neuronal progenitors in the developing brains of fetal mice to model mosaic expression. Results: Histology of brain tissue in the mosaic Slc35a2 knockout mice revealed the presence of upper layer-derived cortical neurons in the white matter. In contrast, oligodendrocyte patterning was unchanged. Reconstruction of single filled neurons identified altered dendritic arborisation with Slc35a2 knockout neurons having increased complexity. Whole-cell electrophysiological recordings revealed that Slc35a2 knockout neurons display reduced action potential firing and increased afterhyperpolarisation duration compared with control neurons. Mosaic Slc35a2 knockout mice also exhibited significantly increased epileptiform spiking and increased locomotion. Interpretation: We successfully generated a mouse model of mosaic Slc35a2 deficiency, which recapitulates features of the human phenotype, including impaired neuronal migration. We show that knockout in layer 2/3 cortical neuron progenitors is sufficient to disrupt neuronal excitability and increase epileptiform activity and hyperactivity in mosaic mice. Our mouse model provides a unique opportunity to investigate the disease mechanism(s) that underpin MOGHE and facilitate the development of precision therapies.