Abstract The structure and properties of DNA depend on the environment, in particular the ion atmosphere. Here, we investigate how DNA twist -one of the central properties of DNA- changes with concentration and identity of the surrounding ions. To resolve how cations influence the helical twist, we combine single-molecule magnetic tweezer experiments and extensive all- atom molecular dynamics simulations. Two interconnected trends are observed for monovalent alkali and divalent alkaline earth cations. First, DNA twist increases monotonously with increasing concentration for all ions investigated. Second, for a given salt concentration, DNA twist strongly depends on cation identity. At 100 mM concentration, DNA twist increases as Ba 2+ < Na + < K + < Rb + < Li + ≈ Cs + < Sr 2+ < Mg 2+ < Ca 2+ . Our molecular dynamics simulations reveal that preferential binding of the cations to the DNA backbone or the nucleobases has opposing effects on DNA twist and provides the microscopic explanation of the observed ion specificity. However, the simulations also reveal shortcomings of existing force field parameters for Cs + and Sr 2+ . The comprehensive view gained from our combined approach provides a foundation for understanding and predicting cation-induced structural changes both in nature and in DNA nanotechnology.

Abstract Nucleosomes are the basic compaction unit of chromatin and nucleosome structure, and their higher-order assemblies regulate genome accessibility. Many post-translational modifications alter nucleosome dynamics, nucleosome-nucleosome interactions, and ultimately chromatin structure and gene expression. Here, we investigate the role of two post-translational modifications associated with actively transcribed regions, H3K36me3 and H4K5/8/12/16ac, in the contexts of tri-nucleosome arrays that provide a tractable model system for quantitative single-molecule analysis, while enabling us to probe nucleosome-nucleosome interactions. Direct visualization by AFM imaging reveals that H3K36me3 and H4K5/8/12/16ac nucleosomes adopt much more open and loose conformations than unmodified nucleosomes. Similarly, magnetic tweezers force spectroscopy shows a reduction in DNA outer turn wrapping and nucleosome-nucleosome interactions for the modified nucleosomes. The results suggest that for H3K36me3 the increased breathing and outer DNA turn unwrapping seen in mononucleosomes propagates to more open conformations in nucleosome arrays. In contrast, the even more open structures of H4K5/8/12/16ac nucleosome arrays do not appear to derive from the dynamics of the constituent mononucleosomes, but are driven by reduced nucleosome-nucleosome interactions, suggesting that stacking interaction can overrule DNA breathing of individual nucleosomes. We anticipate that our methodology will be broadly applicable to reveal the influence of other post-translational modifications and action of nucleosome remodelers.

ABSTRACT Force and torque spectroscopy have provided unprecedented insights into the mechanical properties, conformational transitions, and dynamics of DNA and DNA-protein complexes, notably nucleosomes. Reliable single-molecule manipulation measurements require, however, specific and stable attachment chemistries to tether the molecules of interest. Here, we present a functionalization strategy for DNA that enables high-yield production of constructs for torsionally constrained and very stable attachment. The method is based on two subsequent PCR reactions: first ∼380 bp long DNA strands are generated that contain multiple labels, which are used as “megaprimers” in a second PCR reaction to generate ∼kbp long double-stranded DNA constructs with multiple labels at the respective ends. We use DBCO-based click chemistry for covalent attachment to the surface and biotin-streptavidin coupling to the bead. The resulting tethers are torsionally constrained and extremely stable under force, with an average lifetime of 60 ± 3 hours at 45 pN. The high yield of the approach enables nucleosome reconstitution by salt dialysis on the functionalized DNA and we demonstrate proof-of-concept measurements on nucleosome assembly statistics and inner turn unwrapping under force. We anticipate that our approach will facilitate a range of studies of DNA interactions and nucleoprotein complexes under forces and torques.