Roy Kishony and colleagues develop a device for the continuous culture of bacterial populations under constant antibiotic selection pressure. They use this morbidostat, together with whole-genome sequencing of E. coli strains, to follow evolutionary paths leading to high levels of resistance to three individual drugs. Antibiotic resistance can evolve through the sequential accumulation of multiple mutations1. To study such gradual evolution, we developed a selection device, the 'morbidostat', that continuously monitors bacterial growth and dynamically regulates drug concentrations, such that the evolving population is constantly challenged2,3,4,5. We analyzed the evolution of resistance in Escherichia coli under selection with single drugs, including chloramphenicol, doxycycline and trimethoprim. Over a period of ∼20 days, resistance levels increased dramatically, with parallel populations showing similar phenotypic trajectories. Whole-genome sequencing of the evolved strains identified mutations both specific to resistance to a particular drug and shared in resistance to multiple drugs. Chloramphenicol and doxycycline resistance evolved smoothly through diverse combinations of mutations in genes involved in translation, transcription and transport3. In contrast, trimethoprim resistance evolved in a stepwise manner1,6, through mutations restricted to the gene encoding the enzyme dihydrofolate reductase (DHFR)7,8. Sequencing of DHFR over the time course of the experiment showed that parallel populations evolved similar mutations and acquired them in a similar order9.

Abstract Bacteriophages and bacterial toxins are promising antibacterial agents to treat infections caused by multidrug resistant (MDR) bacteria. In fact, bacteriophages have recently been successfully used to treat life-threatening infections caused by MDR bacteria [1–3]. One potential problem with using these antibacterial agents is the evolution of resistance against them in the long term. Here, we studied the fitness landscape of the Escherichia coli TolC protein, an outer membrane protein that is exploited by a pore forming toxin called colicin E1 and by TLS-phage [4, 5]. By systematically assessing the distribution of fitness effects (DFEs) of ~9,000 single amino acid replacements in TolC using either positive (antibiotics and bile salts) or negative (colicin E1 and TLS-phage) selection pressures, we quantified evolvability of the TolC. We demonstrated that the TolC is highly optimized for the efflux of antibiotics and bile salts. In contrast, under colicin E1 and TLS phage selection, TolC sequence is very sensitive to mutation. Our findings suggest that TolC is a highly evolvable target limiting the potential clinical use of bacteriophages and bacterial toxins.

Evolutionary fitness landscapes of certain antibiotic target enzymes have been comprehensively mapped showing strong high order epistasis between mutations, but understanding these effects at the biochemical and molecular levels remained open. Here, we carried out an extensive experimental and computational study to quantitatively understand the evolutionary dynamics of Escherichia coli dihydrofolate reductase (DHFR) enzyme in the presence of trimethoprim induced selection. Biochemical and structural characterization of resistance-conferring mutations targeting a total of ten residues spanning the substrate binding pocket of DHFR revealed distinct resistance mechanisms. Next, we experimentally measured biochemical parameters (Km, Ki, and kcat) for a mutant library carrying all possible combinations of six resistance-conferring DHFR mutations and quantified epistatic interactions between them. We found that the epistasis between DHFR mutations is high-order for catalytic power of DHFR (kcat and Km), but less prevalent for trimethoprim affinity (Ki). Taken together our data provide a concrete illustration of how epistatic coupling at the level of biochemical parameters can give rise to complex fitness landscapes, and suggest new strategies for developing mutant specific inhibitors.

Abstract Acute myeloid leukemia (AML) is the most prevalent type of leukemia in adults. Despite advancements in medicine, the standard treatment that utilizes a combination of cytarabine and daunorubicin for AML has remained the same for decades. Combination drug therapies are proven to be an effective way to achieve targeted efficacy while minimizing drug dosage along with the unintended side effects. However, a systematic survey of synergistic potential of drug-drug interactions in the context of AML pathology is currently lacking. Here we examine the interactions between 15 frequently used cancer drugs across distinct AML cell lines and demonstrate that synergistic and antagonistic drug-drug interactions are widespread but not conserved across these cell lines. Notably, enasidenib (AG-221) and venetoclax (ABT-199), recently approved anticancer agents, exhibited the highest counts of synergistic interactions and the fewest antagonistic ones. In contrast, 6-Thioguanine (6-TG), a purine analog, was involved in the highest number of antagonistic interactions. The interactions we report here cannot be attributed solely to the inherent synergistic or antagonistic natures of these three drugs, as each drug we examined was involved in several synergistic or antagonistic interactions in the cell lines we tested. Moreover, we observed that these drug-drug interactions are not conserved across cell lines, suggesting that the success of combination therapies might vary depending on AML genotypes. For instance, we found that a single mutation in the TF1 cell line could dramatically alter drug-drug interactions, even turning synergistic interactions into antagonistic ones, as seen with AG-221 and cladribine A (2CdA). Our findings provide a preclinical survey of the potential synergistic effects revealing the complexity of the problem in vitro . However, the exploitable synergistic regimes in clinical scenarios remain to be explored. We anticipate these results to be an insightful guideline for future clinical studies, aiming to refine chemotherapy regimens and ultimately enhance patient outcomes.

ABSTRACT Efflux-mediated β-lactam resistance represents a significant public health challenge, limiting the efficacy of various β-lactam antibiotics against numerous clinically relevant pathogenic bacteria. Structural and functional analyses have revealed that the efflux protein TolC in several Gram-negative bacteria serves as a conduit for antibiotics, bacteriocins, and phages, affecting bacterial susceptibility and virulence. In this study, we conducted a comprehensive examination of the efflux of β-lactam drugs mediated by TolC, employing extensive experimental and computational analyses. Our computational investigations into the molecular dynamics of drug-free TolC revealed critical unidirectional movements of the trimeric TolC and identified residues significantly involved in TolC opening. To corroborate these findings, we performed a whole-gene-saturation mutagenesis assay, systematically mutating each residue of TolC to 19 other amino acids and measuring the fitness effects of these mutations under β-lactam-induced selection. The β-lactams oxacillin, piperacillin, and carbenicillin were selected for this study because they are effluxed by the AcrAB-TolC complex with varying efficiencies. This approach clarified the similarities and differences in the efflux processes of the three β-lactam antibiotics through the trimeric TolC. Further analysis of TolC’s efflux mechanism for these β-lactam antibiotics via steered molecular dynamics simulations revealed the existence of general and drug-specific mechanisms employed by TolC. We identified key positions at the periplasmic entry of TolC whose altered dynamics influence long-range efflux motions as allosteric modulators. Our findings provide valuable insights into the structural dynamics of TolC, establishing a foundation for understanding the key mechanisms behind multidrug resistance and principles for designing new antibiotics and antibiotic derivatives capable of circumventing the bacterial efflux mechanism.

In vitro systems have provided great insight into the mechanisms of antibiotic resistance. Yet, in vitro approaches cannot reflect the full complexity of what transpires within a host. As the mammalian gut is host to trillions of resident bacteria and thus a potential breeding ground for antibiotic resistance, we sought to better understand how gut bacteria respond to antibiotic treatment in vivo . Here, we colonized germ-free mice with a genetically barcoded antibiotic pan-susceptible Escherichia coli clinical isolate and then administered the antibiotic cefepime via programmable subcutaneous pumps which allowed for closer emulation of human parenteral antibiotic pharmacokinetics/dynamics. After seven days of antibiotics, we were unable to culture E. coli from feces. We were, however, able to recover barcoded E. coli from harvested gastrointestinal (GI) tissue, despite high GI tract and plasma cefepime concentrations. Strikingly, these E. coli isolates were not resistant to cefepime but had acquired mutations â€" most notably in the wbaP gene, which encodes an enzyme required for the initiation of the synthesis of the polysaccharide capsule and lipopolysaccharide O antigen - that increased their ability to invade and survive within intestinal cells, including cultured human colonocytes. Further, these E. coli mutants exhibited a persister phenotype when exposed to cefepime, allowing for greater survival to pulses of cefepime treatment when compared to the wildtype strain. Our findings highlight a mechanism by which bacteria in the gastrointestinal tract can adapt to antibiotic treatment by increasing their ability to persist during antibiotic treatment and invade intestinal epithelial cells where antibiotic concentrations are substantially reduced.