Chimeric antigen receptors (CARs) consist of an extracellular antigen-binding region fused to intracellular signaling domains, thus enabling customized T cell responses against target cells. Due to the low-throughput process of systematically designing and functionally testing CARs, only a small set of immune signaling domains have been thoroughly explored, despite their major role in T cell activation, effector function and persistence. Here, we present speedingCARs, an integrated method for engineering CAR T cells by signaling domain shuffling and functional screening by single-cell sequencing. Leveraging the inherent modularity of natural signaling domains, we generated a diverse library of 180 unique CAR variants, which were genomically integrated into primary human T cells by CRISPR-Cas9. Functional and pooled screening of the CAR T cell library was performed by co-culture with tumor cells, followed by single-cell RNA sequencing (scRNA-seq) and single-cell CAR sequencing (scCAR-seq), thus enabling high-throughput profiling of multi-dimensional cellular responses. This led to the discovery of several CAR variants that retained the ability to kill tumor cells, while also displaying diverse transcriptional signatures and T cell phenotypes. In summary, speedingCARs substantially expands and characterizes the signaling domain combinations suited for CAR design and supports the engineering of next-generation T cell therapies.

ABSTRACT Chimeric antigen receptor (CAR) T cells represent a promising approach for cancer treatment, yet challenges remain such as limited efficacy due to a lack of T cell persistence. Given its critical role in promoting and modulating T cell responses, it is crucial to understand how alterations in the CAR signaling architecture influence T cell function. Here, we designed a combinatorial CAR signaling domain library and performed repeated antigen stimulation assays, pooled screening and single-cell sequencing to investigate T-cell responses triggered by different CAR architectures. Parallel comparisons of CAR variants, at early, middle and late timepoints during chronic antigen stimulation systematically assessed the impact of modifying signaling domains on T cell activation and persistence. Our data reveal the predominant influence of membrane-proximal domains in driving T cell phenotype. Additionally, we highlight the critical role of CD40 costimulation in promoting potent and persistent T cell responses, followed by CTLA4, which induces a long-term cytotoxic phenotype. This work deepens the understanding of CAR T cell biology and may be used to guide the future engineering of CAR T cell therapies.

CAR T-cell therapy is constrained by on-target, off-tumor toxicities as well as cellular exhaustion due to chronic antigen exposure. CARs comprising small-molecule controlled switches can enhance both safety and therapeutic efficacy but are limited by the scarcity of non-immunogenic protein elements responsive to non-immunosuppressive, clinically approved drugs with favorable pharmacodynamics. Here, we combine rational design and library-based optimization of a protein-protein interaction (PPI) of human origin to develop venetoclax-controlled Drug-Regulated Off-switch PPI (DROP)-CARs. DROP-CARs enable dose-dependent release of the tumor-targeting scFv and consequent T-cell dissociation from the target tumor cell. Additionally, we present proof-of-concept for a dual DROP-CAR controlled by different small molecules, as well as for logic-gated synthetic receptors enabling logic-gated STAT3 signaling. We demonstrate in vitro and in vivo function of DROP-CAR T cells and conclude that the approach holds important promise for clinical application.

ABSTRACT Adoptive cell therapy of donor-derived, antigen-specific T cells expressing native T cell receptors (TCRs) is a powerful strategy to fight viral infections in immunocompromised patients. Determining the fate of T cells following patient infusion hinges on the ability to track them in vivo . While this is possible by genetic labeling of parent cells, the applicability of this approach has been limited by the non-specificity of the edited T cells. Here, we devised a method for CRISPR-targeted genome integration of a barcoded gene into Epstein-Barr virus-antigen-stimulated T cells and demonstrated its use for exclusively identifying expanded virus-specific cell lineages. Our method facilitated the enrichment of antigen-specific T cells, which then mediated improved cytotoxicity against EBV-transformed target cells. Single-cell and deep sequencing for lineage tracing revealed the expansion profile of specific T cell clones and their corresponding gene expression signature. This method has the potential to enhance the traceability and the monitoring capabilities during immunotherapeutic T cell regimens.