Abstract Barcoding strategies are fundamental to droplet-based single-cell sequencing, and understanding the biases and caveats between approaches is essential. Here, we comprehensively evaluated both short and long reads of the cDNA obtained through the two marketed approaches from 10x Genomics, the “3’ assay” and the “5’ assay”, which attach barcodes at different ends of the mRNA molecule. Although the barcode detection, cell-type identification, and gene expression profile are similar in both assays, the 5’ assay captured more exonic molecules and fewer intronic molecules compared to the 3’ assay. We found that 13.7% of genes sequenced have longer average read lengths and are more complete (spanning both polyA-site and TSS) in the long reads from the 5’ assay compared to the 3’ assay. These genes are characterized by long average transcript length, high intron number, and low expression overall. Despite these differences, cell-type-specific isoform profiles observed from the two assays remain highly correlated. This study provides a benchmark for choosing the single-cell assay for the intended research question, and insights regarding platform-specific biases to be mindful of when analyzing data, particularly across samples and technologies.

Abstract Alternative splicing contributes to molecular diversity across brain cell types. RNA-binding proteins (RBPs) regulate splicing, but the genome-wide mechanisms remain poorly understood. Here, we used RBP binding sites and/or the genomic sequence to predict exon inclusion in neurons and glia as measured by long-read single-cell data in human hippocampus and frontal cortex. We found that alternative splicing is harder to predict in neurons compared to glia in both brain regions. Comparing neurons and glia, the position of RBP binding sites in alternatively spliced exons in neurons differ more from non-variable exons indicating distinct splicing mechanisms. Model interpretation pinpointed RBPs, including QKI, potentially regulating alternative splicing between neurons and glia. Finally, using our models, we accurately predict and prioritize the effect of splicing QTLs. Taken together, our models provide new insights into the mechanisms regulating cell-type-specific alternative splicing and can accurately predict the effect of genetic variants on splicing.

Abstract Multimodal measurements have become widespread in genomics, however measuring open chromatin accessibility and splicing simultaneously in frozen brain tissues remains unconquered. Hence, we devised Single-Cell-ISOform-RNA sequencing coupled with the Assay-for-Transposase-Accessible-Chromatin (ScISOr-ATAC). We utilized ScISOr-ATAC to assess whether chromatin and splicing alterations in the brain convergently affect the same cell types or divergently different ones. We applied ScISOr-ATAC to three major conditions: comparing (i) the Rhesus macaque ( Macaca mulatta ) prefrontal cortex (PFC) and visual cortex (VIS), (ii) cross species divergence of Rhesus macaque versus human PFC, as well as (iii) dysregulation in Alzheimer’s disease in human PFC. We found that among cortical-layer biased excitatory neuron subtypes, splicing is highly brain-region specific for L3-5/L6 IT_ RORB neurons, moderately specific in L2-3 IT_ CUX2.RORB neurons and unspecific in L2-3 IT_ CUX2 neurons. In contrast, at the chromatin level, L2-3 IT_ CUX2.RORB neurons show the highest brain-region specificity compared to other subtypes. Likewise, when comparing human and macaque PFC, strong evolutionary divergence on one molecular modality does not necessarily imply strong such divergence on another molecular level in the same cell type. Finally, in Alzheimer’s disease, oligodendrocytes show convergently high dysregulation in both chromatin and splicing. However, chromatin and splicing dysregulation most strongly affect distinct oligodendrocyte subtypes. Overall, these results indicate that chromatin and splicing can show convergent or divergent results depending on the performed comparison, justifying the need for their concurrent measurement to investigate complex systems. Taken together, ScISOr-ATAC allows for the characterization of single-cell splicing and chromatin patterns and the comparison of sample groups in frozen brain samples.