Cohesin extrusion is thought to play a central role in establishing the architecture of mammalian genomes. However, extrusion has not been visualized in vivo, and thus, its functional impact and energetics are unknown. Using ultra-deep Hi-C, we show that loop domains form by a process that requires cohesin ATPases. Once formed, however, loops and compartments are maintained for hours without energy input. Strikingly, without ATP, we observe the emergence of hundreds of CTCF-independent loops that link regulatory DNA. We also identify architectural "stripes," where a loop anchor interacts with entire domains at high frequency. Stripes often tether super-enhancers to cognate promoters, and in B cells, they facilitate Igh transcription and recombination. Stripe anchors represent major hotspots for topoisomerase-mediated lesions, which promote chromosomal translocations and cancer. In plasmacytomas, stripes can deregulate Igh-translocated oncogenes. We propose that higher organisms have coopted cohesin extrusion to enhance transcription and recombination, with implications for tumor development.

Abstract ChIA-PET enables the genome-wide discovery of chromatin interactions involving specific protein factors, with base-pair resolution. Interpreting ChIA-PET data depends on having a robust analytic pipeline. Here, we introduce ChIA-PIPE, a fully automated pipeline for ChIA-PET data processing, quality assessment, analysis, and visualization. ChIA-PIPE performs linker filtering, read mapping, peak calling, loop calling, chromatin-contact-domain calling, and can resolve allele-specific peaks and loops. ChIA-PIPE also automates quality-control assessment for each dataset. Furthermore, ChIA-PIPE generates input files for visualizing 2D contact maps with Juicebox and HiGlass, and provides a new dockerized visualization tool for high-resolution, browser-based exploration of peaks and loops. With minimal adjusting, ChIA-PIPE can also be suited for the analysis of other related chromatin-mapping data.

The single-molecule multiplex chromatin interaction data generated by emerging non-ligation-based 3D genome mapping technologies provide novel insights into high dimensional chromatin organization, yet introduce new computational challenges. We developed MIA-Sig (https://github.com/TheJacksonLaboratory/mia-sig.git), an algorithmic framework to de-noise the data, assess the statistical significance of chromatin complexes, and identify topological domains and inter-domain contacts. On chromatin immunoprecipitation (ChIP)-enriched data, MIA-Sig can clearly distinguish the protein-associated interactions from the non-specific topological domains.

Cohesin is required for chromatin loop formation. However, its precise role in regulating gene transcription remains largely unknown. We investigated the relationship between cohesin and RNA Polymerase II (RNAPII) using single-molecule mapping and live-cell imaging methods in human cells. Cohesin-mediated transcriptional loops were highly correlated with those of RNAPII and followed the direction of gene transcription. Depleting RAD21, a subunit of cohesin, resulted in the loss of long-range (>100 kb) loops between distal (super-)enhancers and promoters of cell-type-specific genes. By contrast, the short-range (<50 kb) loops were insensitive to RAD21 depletion and connected genes that are mostly housekeeping. This result explains why only a small fraction of genes are affected by the loss of long-range chromatin interactions due to cohesin depletion. Remarkably, RAD21 depletion appeared to up-regulate genes located in early initiation zones (EIZ) of DNA replication, and the EIZ signals were amplified drastically without RAD21. Our results revealed new mechanistic insights of cohesin's multifaceted roles in establishing transcriptional loops, preserving long-range chromatin interactions for cell-specific genes, and maintaining timely order of DNA replication.

The human genome is extensively folded into 3-dimensional organization, yet the detailed 3D chromatin folding structures have not been fully visualized due to the lack of robust and ultra-resolution imaging capability. Here, we report the development of a novel electron microscopy method that combines serial block-face scanning electron microscopy with in situ hybridization (3D-EMISH) to visualize 3D chromatin folding at targeted genomic regions with ultra- resolution (5x5x30 nm in xyz dimensions, respectively). We applied 3D-EMISH to human lymphoblastoid cells at a 1.7 Mb segment of the genome and visualized a large number of distinctive 3D chromatin folding structures in ultra-resolution. We further quantitatively characterized the reconstituted chromatin folding structures by identifying sub-domains, and uncovered a high level of heterogeneity in chromatin folding ultrastructures, suggestive of extensive dynamic fluidity in 3D chromatin states.

Acute promyeloid leukemia (APL) is characterized by the oncogenic fusion protein PML/RARα, a major etiological agent in APL. However, the molecular mechanisms underlying the role of PML/RARα in leukemogenesis remains largely unknown. Using an inducible system, we comprehensively analyzed the 3D genome organization in myeloid cells and its reorganization after PML/RARα induction, and performed additional analyses in patient-derived APL cells with native PML/RARα. We discovered that PML/RARα mediates extensive chromatin interactions genome-wide. Globally, it redefines the chromatin topology of the myeloid genome toward a more condensed configuration in APL cells; locally, it intrudes RNAPII-associated interaction domains, interrupts myeloid-specific transcription factors binding at enhancers and super-enhancers, and leads to transcriptional repression of genes critical for myeloid differentiation and maturation. Our results not only provide novel topological insights for the roles of PML/RARα in transforming myeloid cells into leukemia cells, but further uncover a topological framework of a molecular mechanism for oncogenic fusion proteins in cancers.

ChIA-Drop is a new experimental method for mapping multiplex chromatin interactions with single-molecule precision by barcoding chromatin complexes inside microfluidics droplets, followed by pooled DNA sequencing. The chromatin DNA reads with the same droplet-specific barcodes are inferred to be derived from the same chromatin interaction complex. Here, we describe an integrated computational pipeline, named ChIA-DropBox, that is specifically designed for reconstructing chromatin reads in each droplet and refining multiplex chromatin complexes from raw ChIA-Drop sequencing reads, and then visualizing the results. First, ChIA-DropBox maps and filters sequencing reads, and then reconstructs the chromatin droplets by parsing the barcode sequences and grouping together chromatin reads with the same barcode. Based on the concept of chromosome territories that most chromatin interactions take place within the same chromosome, potential mixing up of chromatin complexes derived from different chromosomes could be readily identified and separated. Accordingly, ChIA-DropBox refines these chromatin droplets into purely intra-chromosomal chromatin complexes, ready for downstream analysis. For visualization, ChIA-DropBox converts the ChIA-Drop data to pairwise format and automatically generates input files for viewing 2D contact maps in Juicebox and viewing loops in BASIC Browser. Finally, ChIA-DropBox introduces a new browser, named ChIA-View, for interactive visualization of multiplex chromatin interactions.

We describe a microfluidics-based strategy for genome-wide analysis of multiplex chromatin interactions with single-molecule precision. In multiplex chromatin interaction analysis (multi-ChIA), individual chromatin complexes are partitioned into droplets that contain a gel bead with unique DNA barcode, in which tethered chromatin DNA fragments are barcoded and amplified for sequencing and mapping to demarcate chromatin contacts. Thus, multi-ChIA has the unprecedented ability to uncover multiplex chromatin interactions at single-molecule level, which has been impossible using previous methods that rely on analyzing pairwise contacts via proximity ligation. We demonstrate that multiplex chromatin interactions predominantly contribute to topologically associated domains, and clusters of gene promoters and enhancers provide a fundamental topological framework for co-transcriptional regulation.

The three-dimensional genome structure plays a fundamental role in gene regulation and cellular functions. Recent studies in genomics based on sequencing technologies inferred the very basic functional chromatin folding structures of the genome known as chromatin loops, the long-range chromatin interactions that are often mediated by protein factors. To visualize the looping structure of chromatin we applied super-resolution microscopy iPALM to image a specific chromatin loop in GM12878 cells. Totally, we have generated six images of the target chromatin region at the single molecule resolution. To infer the chromatin structures from the captured images, we modeled them as looping conformations using different computational algorithms and then evaluated the models by comparing with Hi-C data to examine the concordance. The results showed a good correlation between the imaging data and sequencing data, suggesting the visualization of higher-order chromatin structures for the very short genomic segments can be realized by microscopic imaging.