Abstract Ganglioside-monosialic acid (GM1) gangliosidosis, a rare autosomal recessive disorder, is frequently caused by deleterious single nucleotide variants (SNVs) in GLB1 gene. These variants result in reduced β-galactosidase (β-gal) activity, leading to neurodegeneration associated with premature death. Currently, no effective therapy for GM1 gangliosidosis is available. Three ongoing clinical trials aim to deliver a functional copy of the GLB1 gene to stop disease progression. Here, we show that 41% of GLB1 pathogenic SNVs might be cured by adenine base editors (ABEs). Our results demonstrate that ABE efficiently corrects the pathogenic allele in patient-derived fibroblasts, restoring a therapeutic level of β-gal activity. Unbiased off-target DNA analysis did not detect off-target editing activity in treated patient’s cells except a bystander edit without consequences on β-gal activity. Altogether our results suggest that gene editing is an alternative strategy to cure GM1 gangliosidosis, by correcting the root cause of disease and avoiding repetitive adeno-associated virus injections.

The enzyme deoxyhypusine synthase (DHS) catalyzes the first step in the post-translational modification of the eukaryotic translation factor 5A (eIF5A). This is the only protein known to contain the amino acid hypusine, which results from this modification. Both eIF5A and DHS are essential for cell viability in eukaryotes, and inhibiting DHS can be a promising strategy for the development of new therapeutic alternatives. The human and parasitic orthologous proteins are different enough to render selective targeting against infectious diseases; however, no DHS inhibitor selective for the parasite ortholog has previously been reported. Here, we established a yeast surrogate genetics platform to identify inhibitors of DHS from Plasmodium vivax, one of the major causative agents of malaria. We constructed genetically modified Saccharomyces cerevisiae strains expressing DHS genes from Homo sapiens (HsDHS) or P. vivax (PvDHS) in place of the endogenous DHS gene from S. cerevisiae. This new strain background was ~60-fold more sensitive to an inhibitor of human DHS than the one previously used. Initially, a virtual screen using datasets from the ChEMBL-NTD database was performed. Candidate ligands were tested in growth assays using the newly generated yeast strains expressing heterologous DHS genes. Among these, two showed promise by preferentially reducing the growth of the PvDHS-expressing strain. Further, in a robotized assay, we screened 400 compounds from the Pathogen Box library using the same S. cerevisiae strains, and one compound preferentially reduced the growth of the PvDHS-expressing yeast strain. Western blot revealed that these compounds significantly reduced eIF5A hypusination in yeast. Our study demonstrates that this yeast-based platform is suitable for identifying and verifying candidate small molecule DHS inhibitors, selective for the parasite over the human ortholog.

Endoplasmic Reticulum (ER) stress is a hallmark of various diseases. Cells cope with ER stress through the activation of an adaptive signaling pathway named the Unfolded Protein Response (UPR) which is mediated by three ER-resident sensors. The most evolutionary conserved of the UPR sensors is IRE1alpha that elicits diverse downstream effects through its kinase and endoribonuclease (RNase) activities. IRE1alpha RNase activity can either catalyze the initial step of XBP1 mRNA unconventional splicing or degrade a number of RNAs through Regulated IRE1-Dependent Decay (RIDD). The degree of exertion of these two activities plays an instrumental role in cells life and death decisions upon ER stress. Until now, the biochemical and biological outputs of IRE1alpha RNase activity have been well documented, however, the precise mechanisms controlling whether IRE1 signaling is adaptive or pro-death (terminal) remain unclear. This prompted us to further investigate those mechanisms and we hypothesized that XBP1 mRNA splicing and RIDD activity could be co-regulated within the context of the IRE1alpha RNase regulatory network. We showed that a key nexus in this pathway is the tRNA ligase RtcB which, together with IRE1alpha is responsible for XBP1 mRNA splicing. We demonstrated that RtcB is tyrosine phosphorylated by c-Abl and dephosphorylated by PTP1B. Moreover, we identified RtcB Y306 as a key residue which, when phosphorylated, perturbs RtcB interaction with IRE1alpha, thereby attenuating XBP1 mRNA splicing and favoring RIDD. Our results demonstrate that the IRE1alpha RNase regulatory network is dynamically fine-tuned by tyrosine kinases and phosphatases upon various stresses and depending on the nature of the stress determines cell adaptive or death outputs.

Inositol-Requiring Enzyme 1α (IRE1α) is a transmembrane dual kinase/ribonuclease protein involved in propagation of the unfolded protein response (UPR). IRE1α is currently explored as a potential drug target due to growing evidence of its role in variety of disease conditions. Upon activation, IRE1 cleaves X-box Binding Protein 1 (XBP1) mRNA through its RNase domain. Small molecules targeting the kinase site are known to either increase or decrease RNase activity, but the allosteric relationship between the kinase and RNase domains of IRE1α is poorly understood. Subsets of IRE1 kinase inhibitors (known as “KIRA” compounds) bind to the ATP-binding site and allosterically impede the RNase activity. KIRA compounds are able to regulate the RNase activity by stabilizing monomeric form of IRE1α. In the present work, computational analysis, protein-protein and protein-ligand docking studies, and molecular dynamics simulations were applied to different IRE1 dimer systems to provide structural insights into the perturbation of IRE1 dimers by small molecules kinase inhibitors that regulate the RNase activity. By analyzing structural deviations, energetic components and number of hydrogen bonds in the interface region, we propose that the KIRA inhibitors act at an early stage of IRE1 activation by interfering with IRE1 face-to-face dimer formation, thus disabling the activation of the RNase domain. The work sheds light on the mechanism of action of KIRA compounds and may assist in development of further compounds in e.g. cancer therapeutics. The work also provides information on the sequence of events and protein-protein interactions initiating the unfolded protein response.

Adaptation to the shortage in free amino acids (AA) is mediated by 2 pathways, the integrated stress response (ISR) and the mechanistic target of rapamycin (mTOR). In response to reduced levels, primarily of leucine or arginine, mTOR in its complex 1 configuration (mTORC1) is suppressed leading to a decrease in translation initiation and elongation. The eIF2α kinase general control nonderepressible 2 (GCN2) is activated by uncharged tRNAs, leading to induction of the ISR in response to a broader range of AA shortage. ISR confers a reduced translation initiation, while promoting the selective synthesis of stress proteins, such as ATF4. To efficiently adapt to AA starvation, the 2 pathways are cross-regulated at multiple levels. Here we identified a new mechanism of ISR/mTORC1 crosstalk that optimizes survival under AA starvation, when mTORC1 is forced to remain active. mTORC1 activation during acute AA shortage, augmented ATF4 expression in a GCN2-dependent manner. Under these conditions, enhanced GCN2 activity was not dependent on tRNA sensing, inferring a different activation mechanism. We identified a labile physical interaction between GCN2 and mTOR that results in a phosphorylation of GCN2 on serine 230 by mTOR, which promotes GCN2 activity. When examined under prolonged AA starvation, GCN2 phosphorylation by mTOR promoted survival. Our data unveils an adaptive mechanism to AA starvation, when mTORC1 evades inhibition.

Abstract In the quest for accelerating de novo drug discovery, the development of efficient and accurate scoring functions represents a fundamental challenge. This study introduces iScore, a novel machine learning (ML)-based scoring function designed to predict the binding affinity of protein-ligand complexes with remarkable speed and precision. Uniquely, iScore circumvents the conventional reliance on explicit knowledge of protein-ligand interactions and full picture of atomic contacts, instead leveraging a set of ligand and binding pocket descriptors to evaluate binding affinity. This approach avoids the inefficient and slow conformational sampling stage, thereby enabling the rapid screening of ultra-huge molecular libraries, a crucial advancement given the practically infinite dimensions of chemical space. iScore was rigorously trained and validated using the PDBbind 2020 refined set, CASF 2016, and CSAR NRC-HiQ Set1/2, employing three distinct ML methodologies: Deep Neural Network (iScore-DNN), Random Forest (iScore-RF), and eXtreme Gradient Boosting (iScore-XGB). A hybrid model, iScore-Hybrid, was subsequently developed to incorporate the strengths of these individual base learners. The hybrid model demonstrated a Pearson correlation coefficient ( R ) of 0.78 and a root mean square error (RMSE) of 1.23 in cross-validation, outperforming the individual base learners and establishing new benchmarks for scoring power ( R = 0.814, RMSE=1.34), ranking power ( ρ = 0.705), and screening power (success rate at top 10% = 73.7%).

Abstract Secretory trafficking from the endoplasmic reticulum (ER) is subject to regulation by extrinsic and intrinsic factors. While much of the focus has been on biochemical triggers, little is known whether and how the ER is subject to regulation by mechanical signals. Here, we show that COPII-dependent ER-export is regulated by mechanical strain. Mechanotransduction to the ER was mediated via a previously unappreciated ER-localized pool of the small GTPase Rac1. Mechanistically, we show that Rac1 interacts with the small GTPase Sar1 to drive budding of COPII carriers and stimulate ER-to-Golgi transport. Altogether, we establish an unprecedented link between mechanical strain and export from the ER.