Centromeres are the last frontiers of complex eukaryotic genomes, consisting of highly repetitive sequences that resist mapping, cloning and sequencing. The centromere of rice Chromosome 8 (Cen8) has an unusually low abundance of highly repetitive satellite DNA, which allowed us to determine its sequence. A region of ∼750 kb in Cen8 binds rice CENH3, the centromere-specific H3 histone. CENH3 binding is contained within a larger region that has abundant dimethylation of histone H3 at Lys9 (H3-Lys9), consistent with Cen8 being embedded in heterochromatin. Fourteen predicted and at least four active genes are interspersed in Cen8, along with CENH3 binding sites. The retrotransposons located in and outside of the CENH3 binding domain have similar ages and structural dynamics. These results suggest that Cen8 may represent an intermediate stage in the evolution of centromeres from genic regions, as in human neocentromeres, to fully mature centromeres that accumulate megabases of homogeneous satellite arrays.

Centromeric H3-like histones, which replace histone H3 in the centromeric chromatin of animals and fungi, have not been reported in plants. We identified a histone H3 variant from Arabidopsis thaliana that encodes a centromere-identifying protein designated HTR12. By immunological detection, HTR12 localized at centromeres in both mitotic and meiotic cells. HTR12 signal revealed tissue- and stage-specific differences in centromere morphology, including a distended bead-like structure in interphase root tip cells. The anti-HTR12 antibody also detected spherical organelles in meiotic cells. Although the antibody does not label centromeres in the closely related species Arabidopsis arenosa, HTR12 signal was found on all centromeres in allopolyploids of these two species. Comparison of the HTR12 genes of A. thaliana and A. arenosa revealed striking adaptive evolution in the N-terminal tail of the protein, similar to the pattern seen in its counterpart in Drosophila. This finding suggests that the same evolutionary forces shape centromeric chromatin in both animals and plants.

Abstract Histone variants are non-allelic protein isoforms that play key roles in diversifying chromatin structure. The known number of such variants has greatly increased in recent years, but the lack of naming conventions for them has led to a variety of naming styles, multiple synonyms and misleading homographs that obscure variant relationships and complicate database searches. We propose here a unified nomenclature for variants of all five classes of histones that uses consistent but flexible naming conventions to produce names that are informative and readily searchable. The nomenclature builds on historical usage and incorporates phylogenetic relationships, which are strong predictors of structure and function. A key feature is the consistent use of punctuation to represent phylogenetic divergence, making explicit the relationships among variant subtypes that have previously been implicit or unclear. We recommend that by default new histone variants be named with organism-specific paralog-number suffixes that lack phylogenetic implication, while letter suffixes be reserved for structurally distinct clades of variants. For clarity and searchability, we encourage the use of descriptors that are separate from the phylogeny-based variant name to indicate developmental and other properties of variants that may be independent of structure.

Abstract The two doublet histones of Marseillevirus are distantly related to the four eukaryotic core histones and wrap 121 basepairs of DNA to form remarkably similar nucleosomes. By permeabilizing Marseillevirus virions and performing genome-wide nuclease digestion, chemical cleavage and mass spectrometry assays, we find that the higher-order organization of Marseillevirus chromatin fundamentally differs from that of eukaryotes. Marseillevirus nucleosomes fully protect DNA within virions as closely abutted 121-bp DNA wrapped cores without linker DNA or phasing along genes. Likewise, we observed that a large fraction of the nucleosomes reconstituted onto multi-copy tandem repeats of a nucleosome positioning sequence are tightly packed. Dense promiscuous packing of fully wrapped nucleosomes rather than “beads-on-a-string” with genic punctuation represents a new mode of DNA packaging by histones. We suggest that doublet histones have evolved for viral genome protection and may resemble an early stage of histone differentiation leading to the eukaryotic octameric nucleosome.

Human centromeres are located within α-satellite arrays and evolve rapidly, which can lead to individual variation in array lengths. Proposed mechanisms for such alterations in lengths are unequal cross-over between sister chromatids, gene conversion, and break-induced replication. However, the underlying molecular mechanisms responsible for the massive, complex, and homogeneous organization of centromeric arrays have not been experimentally validated. Here, we use droplet digital PCR assays to demonstrate that centromeric arrays can expand and contract within ~20 somatic cell divisions of a cell line. We find that the frequency of array variation among single-cell-derived subclones ranges from a minimum of ~7% to a maximum of ~100%. Further clonal evolution revealed that centromere expansion is favored over contraction. We find that the homologous recombination protein RAD52 and the helicase PIF1 are required for extensive array change, suggesting that centromere sequence evolution can occur via break-induced replication.

Centromere length changes occurring during somatic cell divisions can be estimated by quantifying the copy numbers (CNs) of higher-order repeats (HORs), which are nested repeats of monomers that comprise centromeric arrays. Here, we present a protocol for single-cell isolation for clonal evolution followed by droplet digital PCR-based quantification. The assay measures HOR CNs across subclones to determine the frequency and degree of changes in HOR CNs. This protocol tests the underlying molecular mechanisms responsible for rapid centromere sequence evolution. For complete details on the use and execution of this protocol, please refer to Showman et al.

Abstract In eukaryotic organisms, proper chromosome segregation during cell division depends on the centromeric histone H3 (CENH3) variant. Our previous studies identified a plant CENH3 assembly factor, Kinetochore Null2 (αKNL2), that possesses a centromere-targeting motif, CENPC-k, similar to the CENPC motif in CENP-C. Additionally, we have demonstrated that αKNL2 can bind DNA in vitro, independent of its CENPC-k motif. Thus, the mechanism underlying the binding of αKNL2 to centromeric DNA remains elusive. Our study shows that the CENPC-k and CENPC motifs alone are not sufficient to target the centromere in N. benthamiana and A. thaliana . In-silico analysis revealed flanking DNA-binding regions near the CENPC-k and CENPC motifs, suggesting their importance in interacting with centromeric DNA. Fusion of protein fragments containing these motifs to EYFP facilitated targeting to the centromere. Deletion of DNA-binding domains reduced the centromeric localization of αKNL2-C, whereas fusion of CENPC-k to the H-NS protein from E. coli targeted it to centromeres. We conclude that targeting of αKNL2 and CENP-C proteins to centromeres is dependent on the CENPC-k/CENPC motifs, and their sequence-independent DNA-binding promotes anchoring at the centromere. Understanding the targeting mechanisms of KNL2 and CENP-C may help to engineer kinetochore structure by targeting chromatin modifying proteins to centromeres.