Chitosan-DNA nanoparticles were prepared using a complex coacervation process. The important parameters for the nanoparticle synthesis were investigated, including the concentrations of DNA, chitosan and sodium sulfate, temperature of the solutions, pH of the buffer, and molecular weights of chitosan and DNA. At an amino group to phosphate group ratio (N/P ratio) between 3 and 8 and a chitosan concentration of 100 μg/ml, the size of particles was optimized to ∼100–250 nm with a narrow distribution, with a composition of 35.6 and 64.4% by weight for DNA and chitosan, respectively. The surface charge of these particles was slightly positive with a zeta potential of +12 to +18 mV at pH lower than 6.0, and became nearly neutral at pH 7.2. The chitosan-DNA nanoparticles could partially protect the encapsulated plasmid DNA from nuclease degradation as shown by electrophoretic mobility analysis. The transfection efficiency of chitosan-DNA nanoparticles was cell-type dependent. Typically, it was three to four orders of magnitude, in relative light units, higher than background level in HEK293 cells, and two to ten times lower than that achieved by Lipofectamine™-DNA complexes. The presence of 10% fetal bovine serum did not interfere with their transfection ability. Chloroquine could be co-encapsulated in the nanoparticles at 5.2%, but with negligible enhancement effect despite the fact that chitosan only showed limited buffering capacity compared with PEI. The present study also developed three different schemes to conjugate transferrin or KNOB protein to the nanoparticle surface. The transferrin conjugation only yielded a maximum of four-fold increase in their transfection efficiency in HEK293 cells and HeLa cells, whereas KNOB conjugated nanoparticles could improve gene expression level in HeLa cells by 130-fold. Conjugation of PEG on the nanoparticles allowed lyophilization without aggregation, and without loss of bioactivity for at least 1 month in storage. The clearance of the PEGylated nanoparticles in mice following intravenous administration was slower than unmodified nanoparticles at 15 min, and with higher depositions in kidney and liver. However, no difference was observed at the 1-h time point.

Nanospheres synthesized by salt-induced complex coacervation of cDNA and polycations such as gelatin and chitosan were evaluated as gene delivery vehicles. DNA-nanospheres in the size range of 200–750 nm could transfect a variety of cell lines. Although the transfection efficiency of the nanospheres was typically lower than that of lipofectamine and calcium phosphate controls in cell culture, the β-gal expression in muscle of BALB/c mice was higher and more sustained than that achieved by naked DNA and lipofectamine complexes. This gene delivery system has several attractive features: (1) ligands can be conjugated to the nanosphere for targeting or stimulating receptor-mediated endocytosis; (2) lysosomolytic agents can be incorporated to reduce degradation of the DNA in the endosomal and lysosomal compartments; (3) other bioactive agents or multiple plasmids can be co-encapsulated; (4) bioavailability of the DNA can be improved because of protection from serum nuclease degradation by the polymeric matrix; (5) the nanosphere can be lyophilized for storage without loss of bioactivity.

Significance Nanoparticles are widely investigated for intracellular drug delivery and molecular imaging and should be designed to maximize cell uptake. Here the effects of particle geometry to maximize nanoparticle uptake by mammalian cells are evaluated. The findings show that uptake is governed by a combination of cell–particle adhesion, strain energy for membrane wrapping around the particle, and local particle concentration at the cell membrane, all of which are particle-shape–dependent. Under typical culture conditions, disc-shaped hydrophilic nanoparticles were internalized more efficiently than nanorods. Interestingly, larger nanodiscs and rods had higher uptake compared with the smallest particles tested. Mechanisms of uptake were also shape- and cell type-specific. These results provide important insights for rational design of nanocarriers to maximize intracellular delivery efficacy.

Abstract Our ability to create precise, pre‐designed, spatially patterned biochemical and physical microenvironments inside polymer scaffolds could provide a powerful tool in studying progenitor cell behavior and differentiation under biomimetic, three‐dimensional (3D) culture conditions. We have developed a simple and fast, layer‐by‐layer microstereolithography system consisting of an ultra‐violet light source, a digital micro‐mirror masking device, and a conventional computer projector, that allows fabrication of complex internal features along with precise spatial distribution of biological factors inside a single scaffold. Photo‐crosslinkable poly(ethylene glycol) diacrylates were used as the scaffold material, and murine bone marrow‐derived cells were successfully encapsulated or seeded on fibronectin‐functionalized scaffolds. Fluorescently‐labeled polystyrene microparticles were used to show the capability of this system to create scaffolds with complex internal architectures and spatial patterns. We demonstrate that precisely controlled pore size and shapes can be easily fabricated using a simple, computer‐aided process. Our results further indicate that multi‐layered scaffolds with spatially distributed factors in the same layer or across different layers can be efficiently manufactured using this technique. These microfabricated scaffolds are conducive for osteogenic differentiation of marrow‐derived stem cells, as indicated by efficient matrix mineralization. © 2006 Wiley Periodicals, Inc. J Biomed Mater Res, 2006

ABSTRACT Eliciting durable and protective T cell-mediated immunity in the respiratory mucosa remains a significant challenge. Polylactic-co-glycolic acid (PLGA)-based cationic pathogen-like particles (PLPs) loaded with TLR agonists mimic biophysical properties of microbes and hence, simulate pathogen-pattern recognition receptor interactions to safely and effectively stimulate innate immune responses. We generated micro particle PLPs loaded with TLR4 (glucopyranosyl lipid adjuvant, GLA) or TLR9 (CpG) agonists, and formulated them with and without a mucosal delivery enhancing carbomer-based nanoemulsion adjuvant (ADJ). These adjuvants delivered intranasally to mice elicited high numbers of influenza nucleoprotein (NP)-specific CD8+/ CD4+ effector and tissue-resident memory T cells (TRMs) in lungs and airways. PLPs delivering TLR4 versus TLR9 agonists drove phenotypically and functionally distinct populations of effector and memory T cells. While PLPs loaded with CpG or GLA provided immunity, combining the adjuvanticity of PLP-GLA and ADJ synergistically enhanced the development of airway and lung TRMs and protective immunity to pathogenic influenza A virus. Further, balanced CD8 (Tc1/Tc17) and CD4 (Th1/Th17) recall responses were linked to effective influenza virus control in the lungs. These studies provide mechanistic insights into vaccine-induced T cell immunity in the respiratory tract and pave the way for the development of a universal influenza vaccine.

Despite recent success in vaccinating populations against SARS-CoV-2, concerns about immunity duration, continued efficacy against emerging variants, protection from infection and transmission, and worldwide vaccine availability, remain. Although mRNA, pDNA, and viral-vector based vaccines are being administered, no protein subunit-based SARS-CoV-2 vaccine is approved. Molecular adjuvants targeting pathogen-recognition receptors (PRRs) on antigen-presenting cells (APCs) could improve and broaden the efficacy and durability of vaccine responses. Native SARS-CoV-2 infection stimulate various PRRs, including toll-like receptors (TLRs) and retinoic-acid-inducible gene I-like receptors (RIG-I). We hypothesized that targeting the same PRRs using adjuvants on nanoparticles along with a stabilized spike (S) protein antigen could provide broad and efficient immune responses. Formulations targeting TLR4 (MPLA), TLR7/8 (R848), TLR9 (CpG), and RIG-I (PUUC) delivered on degradable polymer-nanoparticles (NPs) were combined with the S1 subunit of S protein and assessed in vitro with isogeneic mixed lymphocyte reactions (iso-MLRs). For in vivo studies, the adjuvanted nanoparticles were combined with stabilized S protein and assessed using intranasal and intramuscular prime-boost vaccination models in mice. Combination NP-adjuvants targeting both TLR and RIG-I (MPLA+PUUC, CpG+PUUC, or R848+PUUC) differentially increased proinflammatory cytokine secretion (IL-1β, IL-12p70, IL-27, IFN-β) by APCs cultured in vitro, and induced differential T cell proliferation. When delivered intranasally, MPLA+PUUC NPs enhanced local CD4+CD44+ activated memory T cell responses while MPLA NPs increased anti-S-protein-specific IgG and IgA in the lung. Following intramuscular delivery, PUUC-carrying NPs induced strong humoral immune responses, characterized by increases in anti-S-protein IgG and neutralizing antibody titers and germinal center B cell populations (GL7+ and BCL6+ B cells). MPLA+PUUC NPs further boosted S-protein-neutralizing antibody titers and T follicular helper cell populations in draining lymph nodes. These results suggest that SARS-CoV-2-mimicking adjuvants and subunit vaccines could lead to robust and unique route-specific adaptive immune responses and may provide additional tools against the pandemic.

Abstract Mesenchymal stromal cells (MSCs) from a variety of tissue sources are widely investigated in clinical trials, and the MSCs are often administered immediately after thawing the cryopreserved product. While previous reports have examined the transcriptome of freshly-cultured MSCs from some tissues, little is known about the single-cell transcriptomic profiles of out-of-thaw MSCs from different tissue sources. Such understanding could help determine which tissue origins and delivery methods are best suited for specific indications. Here, we characterized cryopreserved MSCs, immediately post-thaw, from bone marrow (BM) and cord tissue (CT), using single-cell RNA sequencing (scRNA-seq). We show that out-of-thaw BM-vs. CT-MSCs have significant differences in gene expression. Gene-set enrichment analyses implied divergent functional potential. In addition, we show that MSC-batches can vary significantly in cell cycle status, suggesting different proliferative vs. immunomodulatory potentials. Our results provide a comprehensive single-cell transcriptomic landscape of clinically and industrially relevant MSC products. Highlights Single cell gene expression comparison between Bone-marrow derived MSCs and Cord-tissue derived MSCs Donor effects and cell heterogeneity on tissue-specific MSC gene expression Single Cell Pooling Enhances Differential Expression Analysis for Bone marrow and Cord tissue MSC samples Gene ontology reveals tissue specific unique molecular function and pathways

Cell therapy is a promising approach to treat disease; however, monitoring cell cultures during expansion is a significant challenge that hampers quality and reproducible of the therapy. Here, we use qOBM to non-invasively monitor T-cell cultures to determine culture health and viability in-line.

ABSTRACT Mesenchymal stromal cells (MSCs) are currently being tested in numerous clinical trials as potential cell therapies for the treatment of various diseases and due to their potential immunomodulatory, pro-angiogenic, and regenerative properties. However, variabilities in tissue sources, donors, and manufacturing processes and the lack of defined critical quality attributes (CQAs) and clinically relevant mechanism of action (MoA) pose significant challenges to identify MSC cell therapy products with a predictable therapeutic outcome. This also hinders regulatory considerations and broad clinical translation of MSCs. MSC products are often administered to the patient immediately after thawing from cryopreserved vials (out-of-thaw). However, the qualifying quality-control assays are either performed before cryopreservation, or after culturing the post-thaw cells for 24-48 hours (culture-rescued), none of which represent the out-of-thaw product administered to patients. In this study, we performed a broad functional characterization of out-of-thaw and culture-rescue MSCs from bone marrow (BM-MSCs) and cord tissue (CT-MSCs) using macrophage activation and T cell proliferation-based in vitro potency assays and deep phenotypic characterization using single-cell RNA-sequencing. Using this data, we developed unbiased computational models, specifically symbolic regression (SR) and canonical correlation analysis (CCA) models to predict the immunomodulatory potency of MSCs. Overall, our results suggest that manufacturing conditions (OOT vs. CR) have a strong effect on MSC-function on MSC interactions with macrophages and T cells. Furthermore, single-cell RNA-seq analyses of out-of-thaw BM and CT-MSCs indicate a tissue of origin-dependent variability and heterogeneity in the transcriptome profile. Using symbolic regression modeling we identified specific single-cell transcriptomic attributes of MSCs that predict their immunomodulatory potency. In addition, CCA modeling predicted MSC donors with high or low immunomodulatory potency from their transcriptome profiles. Taken together, our results provide a broad framework for identifying predictive CQAs of MSCs that could ultimately help in better understanding of their MOAs and improved reproducibility and manufacturing control of MSCs.