We present the synthesis, properties, and biological applications of Coppersensor-1 (CS1), a new water-soluble, turn-on fluorescent sensor for intracellular imaging of copper in living biological samples. CS1 utilizes a BODIPY reporter and thioether-rich receptor to provide high selectivity and sensitivity for Cu+ over other biologically relevant metal ions, including Cu2+, in aqueous solution. This BODIPY-based probe is the first Cu+-responsive sensor with visible excitation and emission profiles and gives a 10-fold turn-on response for detecting this ion. Confocal microscopy experiments further establish that CS1 is membrane-permeable and can successfully monitor intracellular Cu+ levels within living cells.

Hydrogen peroxide (H 2 O 2 ) produced by cell-surface NADPH Oxidase (Nox) enzymes is emerging as an important signaling molecule for growth, differentiation, and migration processes. However, how cells spatially regulate H 2 O 2 to achieve physiological redox signaling over nonspecific oxidative stress pathways is insufficiently understood. Here we report that the water channel Aquaporin-3 (AQP3) can facilitate the uptake of H 2 O 2 into mammalian cells and mediate downstream intracellular signaling. Molecular imaging with Peroxy Yellow 1 Methyl-Ester (PY1-ME), a new chemoselective fluorescent indicator for H 2 O 2 , directly demonstrates that aquaporin isoforms AQP3 and AQP8, but not AQP1, can promote uptake of H 2 O 2 specifically through membranes in mammalian cells. Moreover, we show that intracellular H 2 O 2 accumulation can be modulated up or down based on endogenous AQP3 expression, which in turn can influence downstream cell signaling cascades. Finally, we establish that AQP3 is required for Nox-derived H 2 O 2 signaling upon growth factor stimulation. Taken together, our findings demonstrate that the downstream intracellular effects of H 2 O 2 can be regulated across biological barriers, a discovery that has broad implications for the controlled use of this potentially toxic small molecule for beneficial physiological functions.

The syntheses, properties, and biological applications of the Peroxysensor family, a new class of fluorescent probes for hydrogen peroxide, are presented. These reagents utilize a boronate deprotection mechanism to provide high selectivity and optical dynamic range for detecting H2O2 in aqueous solution over similar reactive oxygen species (ROS) including superoxide, nitric oxide, tert-butyl hydroperoxide, hypochlorite, singlet oxygen, ozone, and hydroxyl radical. Peroxyresorufin-1 (PR1), Peroxyfluor-1 (PF1), and Peroxyxanthone-1 (PX1) are first-generation probes that respond to H2O2 by an increase in red, green, and blue fluorescence, respectively. The boronate dyes are cell-permeable and can detect micromolar changes in H2O2 concentrations in living cells, including hippocampal neurons, using confocal microscopy and two-photon microscopy. The unique combination of ROS selectivity, membrane permeability, and a range of available excitation/emission colors establishes the potential value of PR1, PF1, PX1, and related probes for interrogating the physiology and pathology of cellular H2O2.

We present the synthesis, properties, and biological applications of Peroxy Lucifer 1 (PL1), a new fluorescent probe for imaging hydrogen peroxide produced in living cells by a ratiometric response. PL1 utilizes a chemoselective boronate-based switch to detect hydrogen peroxide by modulation of internal charge transfer (ICT) within a 1,8-naphthalimide dye. PL1 features high selectivity for hydrogen peroxide over similar reactive oxygen species, including superoxide, and nitric oxide, and a 65 nm shift in emission from blue-colored fluorescence to green-colored fluorescence upon reaction with peroxide. Two-photon confocal microscopy experiments in live macrophages show that PL1 can ratiometrically visualize localized hydrogen peroxide bursts generated in living cells at immune response levels.

A bright idea: By restricting the rotation between receptor and reporter units of the fluorescent chemosensor Mercury Green 1 (MG1), a remarkably high quantum efficiency is achieved in its Hg2+-ion-bound form in water (Φ=0.72). MG1 is specific to environmentally and biologically relevant mercury levels (ppm to ppb range), and can assay levels of Hg2+ ion in living cells and in edible fish.

We present the synthesis, properties, and biological applications of Leadfluor-1 (LF1), a new water-soluble, turn-on fluorescent sensor that is capable of selectively imaging Pb2+ in aqueous solution and in living cells. LF1 combines a fluorescein chromophore and a pseudocrown receptor to provide good selectivity for Pb2+ over a range of biologically and environmentally relevant metal ions in aqueous solution, with sensitivity to parts per billion EPA limits for allowable lead in drinking water. In addition to these attributes, imaging experiments further show that LF1 is the first small-molecule reagent that can be delivered into living cells and report changes in intracellular Pb2+ levels.

Abstract Microphysiological systems (MPSs) mimicking human organ function in vitro are an emerging alternative to conventional cell culture and animal models for drug development. Human induced pluripotent stem cells (hiPSCs) have the potential to capture the diversity of human genetics and provide an unlimited supply of cells. Combining hiPSCs with microfluidics technology in MPSs offers new perspectives for drug development. Here, the integration of a newly developed liver MPS with a cardiac MPS—both built with the same hiPSC line—to study drug-drug interaction (DDI) is reported. As a prominent example of clinically relevant DDI, the interaction of the arrhythmogenic gastroprokinetic cisapride with the fungicide ketoconazole was investigated. As seen in patients, metabolic conversion of cisapride to non-arrhythmogenic norcisapride in the liver MPS by the cytochrome P450 enzyme CYP3A4 was inhibited by ketoconazole, leading to arrhythmia in the cardiac MPS. These results establish functional integration of isogenic hiPSC-based liver and cardiac MPSs, which allows screening for DDI, and thus drug efficacy and toxicity, in the same genetic background.

Abstract The ability to optically record dynamics of neuronal membrane potential promises to revolutionize our understanding of neurobiology. In this study, we show that the far-red voltage sensitive fluorophore, Berkeley Red Sensor of Transmembrane potential −1, or BeRST 1, can be used to monitor neuronal membrane potential changes across dozens of neurons at a sampling rate of 500 Hz. Notably, voltage imaging with BeRST 1 can be implemented with affordable, commercially available illumination sources, optics, and detectors. BeRST 1 is well-tolerated in cultures of rat hippocampal neurons and provides exceptional optical recording fidelity, as judged by dual fluorescence imaging and patch-clamp electrophysiology. We developed a semi-automated spike-picking program to reduce user bias when calling action potentials and used this in conjunction with BeRST 1 to develop an optical spike and connectivity analysis workflow (OSCA) for high-throughput dissection of neuronal activity dynamics in development and disease. The high temporal resolution of BeRST 1 enables dissection of firing rate changes in response to acute, pharmacological interventions with commonly used inhibitors like gabazine and picrotoxin. Over longer periods of time, BeRST 1 also tracks chronic perturbations to neurons exposed to amyloid beta (Aβ 1-42 ), revealing modest changes to spiking frequency but profound changes to overall network connectivity. Finally, we use OSCA to track changes in neuronal connectivity during development, providing a functional readout of network assembly. We envision that use of BeRST 1 and OSCA described here will be of use to the broad neuroscience community. Significance Statement Optical methods to visualize membrane potential dynamics provide a powerful complement to Ca 2+ imaging, patch clamp electrophysiology, and multi-electrode array recordings. However, modern voltage imaging strategies often require complicated optics, custom-built microscopes, or genetic manipulations that are impractical outside of a subset of model organisms. Here, we describe the use of Berkeley Red Sensor of Transmembrane potential, or BeRST 1, a far-red voltage-sensitive fluorophore that can directly visualize membrane potential changes with millisecond resolution across dozens of neurons. Using only commercially available components, voltage imaging with BeRST 1 reveals profound changes in neuronal connectivity during development, exposes changes to firing rate during acute pharmacological perturbation, and illuminates substantial increases in network connectivity in response to chronic exposure to amyloid beta.

Abstract Voltage imaging enables high-throughput investigation of neuronal activity, yet its utility is often constrained by a low signal-to-noise ratio (SNR). Conventional denoising algorithms, such as those based on matrix factorization, impose limiting assumptions about the noise process and the spatiotemporal structure of the signal. While deep learning based denoising techniques offer greater adaptability, existing approaches fail to fully exploit the fast temporal dynamics and unique short- and long-range dependencies within voltage imaging datasets. Here, we introduce CellMincer, a novel self-supervised deep learning method designed specifically for denoising voltage imaging datasets. CellMincer operates on the principle of masking and predicting sparse sets of pixels across short temporal windows and conditions the denoiser on precomputed spatiotemporal auto-correlations to effectively model long-range dependencies without the need for large temporal denoising contexts. We develop and utilize a physics-based simulation framework to generate realistic datasets for rigorous hyperparameter optimization and ablation studies, highlighting the key role of conditioning the denoiser on precomputed spatiotemporal auto-correlations to achieve 3-fold further reduction in noise. Comprehensive benchmarking on both simulated and real voltage imaging datasets, including those with paired patch-clamp electrophysiology (EP) as ground truth, demonstrates CellMincer’s state-of-the-art performance. It achieves substantial noise reduction across the entire frequency spectrum, enhanced detection of subthreshold events, and superior cross-correlation with ground-truth EP recordings. Finally, we demonstrate how CellMincer’s addition to a typical voltage imaging data analysis workflow improves neuronal segmentation, peak detection, and ultimately leads to significantly enhanced separation of functional phenotypes.