A molecular description of the complete reaction cycle of the bona fide natural Diels–Alderase AbyU is presented, revealing the mechanistic intricacies of this enzyme system.

Engineering sesquiterpene synthases to form predefined alternative products is a major challenge due to their diversity in cyclization mechanisms and our limited understanding of how amino acid changes affect the steering of these mechanisms. Here, we use a combination of atomistic simulation and site-directed mutagenesis to engineer a selina-4(15),7(11)-diene synthase (SdS) such that its final reactive carbocation is quenched by trapped active site water, resulting in the formation of a complex hydroxylated sesquiterpene (selin-7(11)-en-4-ol). Initially, the SdS G305E variant produced 20% selin-7(11)-en-4-ol. As suggested by modeling of the enzyme-carbocation complex, selin-7(11)-en-4-ol production could be further improved by varying the pH, resulting in selin-7(11)-en-4-ol becoming the major product (48%) at pH 6.0. We incorporated the SdS G305E variant along with genes from the mevalonate pathway into bacterial BL21(DE3) cells and demonstrated the production of selin-7(11)-en-4-ol at a scale of 10 mg/L in batch fermentation. These results highlight opportunities for the simulation-guided engineering of terpene synthases to produce predefined complex hydroxylated sesquiterpenes.

Antimicrobial resistance is a public health crisis. Limited understanding of the catalytic drivers in resistance-mediating enzymes such as β-lactamases hinders our ability to combat this crisis. Here, we dissect the catalytic contributions of active-site electric fields in class A β-lactamases. We studied the enzymatic hydrolysis of a carbapenem antibiotic by QM/MM molecular dynamics simulations and quantified active-site fields with a custom-made script. We discovered that the fields correlate well with activity and identified seven positions, some distal, that distinguish efficient carbapenemases. Electric-field analysis may help predict the activity of β-lactamases and guide antibiotic and enzyme design. Electric field script: https://www.github.com/bunzela/FieldTools

Heat capacity changes are emerging as essential for explaining the temperature dependence of enzyme-catalyzed reaction rates. This has important implications for enzyme kinetics, thermoadaptation and evolution, but the physical basis of these heat capacity changes is unknown. Here we show by a combination of experiment and simulation for two quite distinct enzymes (dimeric ketosteroid isomerase and monomeric alpha-glucosidase), that the activation heat capacity can be predicted through atomistic molecular dynamics simulations. The simulations reveal subtle and surprising underlying dynamical changes: tightening of loops around the active site is observed, but crucially, changes in energetic fluctuations are evident across the whole enzyme including important contributions from oligomeric neighbors and domains distal to the active site. This has general implications for understanding enzyme catalysis, demonstrating a direct connection between functionally important microscopic dynamics and macroscopically measurable quantities.

ABSTRACT Our current understanding of how low antibiotic concentrations shape the evolution of contemporary β-lactamases is limited. Using the wide-spread carbapenemase OXA-48, we tested the long-standing hypothesis that selective compartments with low antibiotic concentrations cause standing genetic diversity that could act as a gateway to develop clinical resistance. Here, we subjected Escherichia coli expressing bla OXA-48 , on a clinical plasmid, to experimental evolution at sub-minimum inhibitory concentrations (sub-MIC) of ceftazidime. We identified and characterized seven single variants of OXA-48. Susceptibility profiles and dose-response curves showed that they increased resistance only marginally. However, in competition experiments at sub-MIC of ceftazidime, they showed strong selectable fitness benefits. Increased resistance was also reflected in elevated catalytic efficiencies towards ceftazidime. These changes are likely caused by enhanced flexibility of the Ω- and β5-β6 loops. In conclusion, low-level concentrations of β-lactams can drive the evolution of β-lactamases through cryptic phenotypes which may act as stepping-stones towards clinical resistance.

Current methodologies for targeting the mitochondrial genome for basic research and/or therapeutic strategy development in mitochondrial diseases are restricted by practical limitations and technical inflexibility. The development of a functional molecular toolbox for CRISPR-mediated mitochondrial genome editing is therefore desirable, as this could enable precise targeting of mtDNA haplotypes using the precision and tuneability of CRISPR enzymes; however, published reports of MitoCRISPR systems have, to date, lacked reproducibility and independent corroboration. Here, we have explored the requirements for a functional MitoCRISPR system in human cells by engineering several versions of CRISPR nucleases, including the use of alternative mitochondrial protein targeting sequences and smaller paralogues, and the application of gRNA modifications that reportedly induce mitochondrial import. We demonstrate varied mitochondrial targeting efficiencies and influences on mitochondrial dynamics/function of different CRISPR nucleases, with Lachnospiraceae bacterium ND2006 (Lb) Cas12a being better targeted and tolerated than Cas9 variants. We also provide evidence of Cas9 gRNA association with mitochondria in HeLa cells and isolated yeast mitochondria, even in the absence of a targeting RNA aptamer. Finally, we present evidence linking mitochondrial-targeted LbCas12a/crRNA with increased mtDNA copy number dependent upon DNA binding and cleavage activity. We discuss reproducibility issues and the future steps necessary if MitoCRISPR is to be realised.

ABSTRACT The molecular mechanisms by which epistasis boosts enzyme activity remain elusive, undermining our ability to predict the evolution of pathogens and engineer novel biocatalysts. Here, we reveal how directed evolution of a β-lactamase yielded highly epistatic activity enhancements. Evolution selected four mutations that increase antibiotic resistance 40-fold, despite their marginal individual effects (≤ 2-fold). Synergistic improvements coincided with the introduction of super-stochiometric burst kinetics, indicating that epistasis is rooted in the enzyme’s conformational dynamics. Kinetic, structural, and dynamical analyses reveal that epistasis was driven by distinct effects of each mutation on the catalytic cycle. The first mutation acquired during evolution increases protein flexibility and accelerates substrate binding, which is rate-limiting in the wild-type enzyme. The ensuing mutations predominantly boosted the chemical steps by fine-tuning substrate interactions. Our work identifies an overlooked cause for epistasis: changing the rate-limiting step can result in substantial positive synergy boosting enzyme activity.