We report a new method for in situ localization of DNA sequences that allows excellent preservation of nuclear and chromosomal ultrastructure and direct, in vivo observations. 256 direct repeats of the lac operator were added to vector constructs used for transfection and served as a tag for labeling by lac repressor. This system was first characterized by visualization of chromosome homogeneously staining regions (HSRs) produced by gene amplification using a dihydrofolate reductase (DHFR) expression vector with methotrexate selection. Using electron microscopy, most HSRs showed approximately 100-nm fibers, as described previously for the bulk, large-scale chromatin organization in these cells, and by light microscopy, distinct, large-scale chromatin fibers could be traced in vivo up to 5 microns in length. Subsequent experiments demonstrated the potential for more general applications of this labeling technology. Single and multiple copies of the integrated vector could be detected in living CHO cells before gene amplification, and detection of a single 256 lac operator repeat and its stability during mitosis was demonstrated by its targeted insertion into budding yeast cells by homologous recombination. In both CHO cells and yeast, use of the green fluorescent protein-lac repressor protein allowed extended, in vivo observations of the operator-tagged chromosomal DNA. Future applications of this technology should facilitate structural, functional, and genetic analysis of chromatin organization, chromosome dynamics, and nuclear architecture.

Structural studies of fixed cells have revealed that interphase chromosomes are highly organized into specific arrangements in the nucleus, and have led to a picture of the nucleus as a static structure with immobile chromosomes held in fixed positions, an impression apparently confirmed by recent photobleaching studies. Functional studies of chromosome behavior, however, suggest that many essential processes, such as recombination, require interphase chromosomes to move around within the nucleus.To reconcile these contradictory views, we exploited methods for tagging specific chromosome sites in living cells of Saccharomyces cerevisiae with green fluorescent protein and in Drosophila melanogaster with fluorescently labeled topoisomerase ll. Combining these techniques with submicrometer single-particle tracking, we directly measured the motion of interphase chromatin, at high resolution and in three dimensions. We found that chromatin does indeed undergo significant diffusive motion within the nucleus, but this motion is constrained such that a given chromatin segment is free to move within only a limited subregion of the nucleus. Chromatin diffusion was found to be insensitive to metabolic inhibitors, suggesting that it results from classical Brownian motion rather than from active motility. Nocodazole greatly reduced chromatin confinement, suggesting a role for the cytoskeleton in the maintenance of nuclear architecture.We conclude that chromatin is free to undergo substantial Brownian motion, but that a given chromatin segment is confined to a subregion of the nucleus. This constrained diffusion is consistent with a highly defined nuclear architecture, but also allows enough motion for processes requiring chromosome motility to take place. These results lead to a model for the regulation of chromosome interactions by nuclear architecture.

The 4D Nucleome Network aims to develop and apply approaches to map the structure and dynamics of the human and mouse genomes in space and time with the goal of gaining deeper mechanistic insights into how the nucleus is organized and functions. The project will develop and benchmark experimental and computational approaches for measuring genome conformation and nuclear organization, and investigate how these contribute to gene regulation and other genome functions. Validated experimental technologies will be combined with biophysical approaches to generate quantitative models of spatial genome organization in different biological states, both in cell populations and in single cells.

Background Precise control of sister chromatid separation is essential for the accurate transmission of genetic information. Sister chromatids must remain linked to each other from the time of DNA replication until the onset of chromosome segregation, when the linkage must be promptly dissolved. Recent studies suggest that the machinery that is responsible for the destruction of mitotic cyclins also degrades proteins that play a role in maintaining sister chromatid linkage, and that this machinery is regulated by the spindle-assembly checkpoint. Studies on these problems in budding yeast are hampered by the inability to resolve its chromosomes by light or electron microscopy.Results We have developed a novel method for visualizing specific DNA sequences in fixed and living budding yeast cells. A tandem array of 256 copies of the Lac operator is integrated at the desired site in the genome and detected by the binding of a green fluorescent protein (GFP)–Lac repressor fusion expressed from the HIS3 promoter. Using this method, we show that sister chromatid segregation precedes the destruction of cyclin B. In mad or bub cells, which lack the spindle-assembly checkpoint, sister chromatid separation can occur in the absence of microtubules. The expression of a tetramerizing form of the GFP–Lac repressor, which can bind Lac operators on two different DNA molecules, can hold sister chromatids together under conditions in which they would normally separate.Conclusions We conclude that sister chromatid separation in budding yeast can occur in the absence of microtubule-dependent forces, and that protein complexes that can bind two different DNA molecules are capable of holding sister chromatids together.

Summary

 Increasing evidence suggests functional compartmentalization of interphase nuclei [1]. This includes preferential interior localization of gene-rich and early replicating chromosome regions versus peripheral localization of gene-poor and late replicating chromosome regions [2, 3], association of some active genes with nuclear speckles [4, 5] or transcription "factories" [6], and association of transcriptionally repressed genes with heterochromatic regions [7]. Dynamic changes in chromosome compartmentalization [7–9] imply mechanisms for long-range interphase chromatin movements. However, live cell imaging in mammalian cells has revealed limited chromatin mobility [10], described as "constrained diffusion" [11]. None of these studies, though, have examined a chromosome locus undergoing an inducible repositioning between two different nuclear compartments. Here we demonstrate migration of an interphase chromosome site from the nuclear periphery to the interior 1–2 hr after targeting a transcriptional activator to this site. Spot redistribution is perturbed by specific actin or nuclear myosin I mutants. Extended periods of chromosome immobility are interspersed with several minute periods in which chromosomes move unidirectionally along curvilinear paths oriented roughly perpendicular to the nuclear envelope at velocities of 0.1–0.9 μm/min over distances of 1–5 μm. Our results suggest an active mechanism for fast and directed long-range interphase chromosome movements dependent directly or indirectly on actin/myosin.

Mechanical forces play critical roles in the function of living cells. However, the underlying mechanisms of how forces influence nuclear events remain elusive. Here, we show that chromatin deformation as well as force-induced transcription of a green fluorescent protein (GFP)-tagged bacterial-chromosome dihydrofolate reductase (DHFR) transgene can be visualized in a living cell by using three-dimensional magnetic twisting cytometry to apply local stresses on the cell surface via an Arg-Gly-Asp-coated magnetic bead. Chromatin stretching depended on loading direction. DHFR transcription upregulation was sensitive to load direction and proportional to the magnitude of chromatin stretching. Disrupting filamentous actin or inhibiting actomyosin contraction abrogated or attenuated force-induced DHFR transcription, whereas activating endogenous contraction upregulated force-induced DHFR transcription. Our findings suggest that local stresses applied to integrins propagate from the tensed actin cytoskeleton to the LINC complex and then through lamina–chromatin interactions to directly stretch chromatin and upregulate transcription. Local surface forces of physiological magnitudes can directly stretch chromatin and induce transcription upregulation in a living cell.

While nuclear compartmentalization is an essential feature of three-dimensional genome organization, no genomic method exists for measuring chromosome distances to defined nuclear structures. In this study, we describe TSA-Seq, a new mapping method capable of providing a "cytological ruler" for estimating mean chromosomal distances from nuclear speckles genome-wide and for predicting several Mbp chromosome trajectories between nuclear compartments without sophisticated computational modeling. Ensemble-averaged results in K562 cells reveal a clear nuclear lamina to speckle axis correlated with a striking spatial gradient in genome activity. This gradient represents a convolution of multiple spatially separated nuclear domains including two types of transcription "hot zones." Transcription hot zones protruding furthest into the nuclear interior and positioning deterministically very close to nuclear speckles have higher numbers of total genes, the most highly expressed genes, housekeeping genes, genes with low transcriptional pausing, and super-enhancers. Our results demonstrate the capability of TSA-Seq for genome-wide mapping of nuclear structure and suggest a new model for spatial organization of transcription and gene expression.

Abstract Although the formation of RNA-protein bodies has been studied intensively, their mobility and how their number and size are regulated are still poorly understood. Here, we show significant increased mobility of nuclear speckles after transcriptional inhibition, including long-range directed motion of one speckle towards another speckle, terminated by speckle fusion, over distances up to 4 um and with velocities between 0.2-1.5 μm/min. Frequently, 3 or even 4 speckles follow very similar paths, with new speckles appearing along the path followed by a preceding speckle. Speckle movements and fusion events contribute to fewer but larger speckles after transcriptional inhibition. These speckle movements are not actin-dependent, but occur within chromatin-depleted channels enriched with small granules containing the speckle-marker protein SON. Our observations suggest a mechanism for long-range, directed nuclear speckle movements, contributing to overall regulation of nuclear speckle number and size as well as overall nuclear organization.

Abstract We introduce Nucleome Browser ( http://www.nucleome.org ), an interactive, multimodal data visualization and exploration platform for 4D Nucleome research. Our tool effectively integrates heterogeneous datasets (e.g., genomics, imaging, 3D genome structure models, and single-cell data) and external data portals by a new adaptive communication mechanism. Nucleome Browser provides a scalable solution for integrating massive amounts of 4D Nucleome data to navigate multiscale nuclear structure and function in a wide range of biological contexts, enabling hypothesis generation and data sharing with the broad community.

Abstract Large-scale chromatin compaction is nonuniform across the human genome and correlates with gene expression and genome organization. Current methodologies for assessing large-scale chromatin compaction are indirect and largely based on assays that probe lower levels of chromatin organization, primarily at the level of the nucleosome and/or the local compaction of nearby nucleosomes. These assays assume a one-to-one correlation between local nucleosomal compaction and large-scale compaction of chromosomes that may not exist. Here we describe a method to identify interphase chromosome regions with relatively high levels of large-scale chromatin decondensation using TSA-seq, which produces a signal proportional to microscopic-scale distances relative to a defined nuclear compartment. TSA-seq scores that change rapidly as a function of genomic distance, detected by their higher slope values, identify decondensed large-scale chromatin domains (DLCDs), as then validated by 3D DNA-FISH. DLCDs map near a subset of chromatin domain boundaries, defined by Hi-C, which separate active and repressed chromatin domains and correspond to compartment, subcompartment, and some TAD boundaries. Most DLCDs can also be detected by high slopes of their Hi-C compartment score. In addition to local enrichment in cohesin (RAD21, SMC3) and CTCF, DLCDs show the highest local enrichment to super-enhancers, but are also locally enriched in transcription factors, histone-modifying complexes, chromatin mark readers, and chromatin remodeling complexes. The localization of these DLCDs to a subset of Hi-C chromatin domain boundaries that separate active versus inactive chromatin regions, as measured by two orthogonal genomic methods, suggests a distinct role for DLCDs in genome organization.