Abstract Translesion DNA synthesis (TLS) is an essential process that allows cells to bypass lesions encountered during DNA replication and is emerging as a primary target of chemotherapy. Among vertebrate DNA polymerases, polymerase kappa (Pol() has the unique ability to bypass minor groove DNA adducts in vitro. However, Pol(is also required for cells to overcome major groove DNA adducts but the basis of this requirement is unclear. Here, we combine CRISPR base editor screening technology in human cells with TLS analysis of defined DNA lesions in Xenopus egg extracts to unravel the functions and regulations of Pol(during lesion bypass. Strikingly, we show that Pol(has two main functions during TLS, which are differentially regulated via Rev1 binding. On the one hand, Pol(is essential to replicate across minor groove DNA lesions in a process that depends on PCNA ubiquitylation but is independent of Rev1. On the other hand, via its cooperative interaction with Rev1 and ubiquitylated PCNA, Pol(stabilizes the Rev1-Pol(extension complex on DNA to allow extension past major groove DNA lesions and abasic sites, in a process that is independent of Pol(catalytic activity. Together, our work identifies catalytic and non-catalytic functions of Pol(in TLS and reveals important regulatory mechanisms underlying the unique domain architecture present at the C-terminal end of Y-family TLS polymerases.

Abstract Accurate genome duplication requires a tightly regulated DNA replication program, which relies on the fine regulation of origin firing. While the molecular steps involved in origin firing have been determined predominantly in budding yeast, the complexity of this process in human cells has yet to be fully elucidated. Here, we describe a straightforward proteomics approach to systematically analyse protein recruitment to the chromatin during induced origin firing in human cells. Using a specific inhibitor against CHK1 kinase, we induced a synchronised wave of dormant origin firing (DOF) and assessed the S phase chromatin proteome at different time points. We provide time-resolved loading dynamics of 3,269 proteins, including the core replication machinery and origin firing factors. This dataset accurately represents known temporal dynamics of proteins on the chromatin during the activation of replication forks and the subsequent DNA damage due to the hyperactivation of excessive replication forks. Finally, we used our dataset to identify the condensin II subunit NCAPH2 as a novel factor required for efficient origin firing and replication. Overall, we provide a comprehensive resource to interrogate the protein recruitment dynamics of replication origin firing events in human cells.