Abstract Intestinal microbes, whether resident or transient, influence the physiology of their hosts, altering both the chemical and the physical characteristics of the gut. An example of the latter is the human pathogen Vibrio cholerae’s ability to induce strong mechanical contractions, discovered in zebrafish. The underlying mechanism has remained unknown, but the phenomenon requires the actin crosslinking domain (ACD) of Vibrio’s Type VI Secretion System (T6SS), a multicomponent protein syringe that pierces adjacent cells and delivers toxins. By using a zebrafish-native Vibrio and imaging-based assays of host intestinal mechanics and immune responses, we find that macrophages mediate the connection between the T6SS ACD and intestinal activity: ACD-dependent tissue damage activates macrophages and recruits them from their unperturbed positions near enteric neurons lining the midgut, spurring strong gut contractions resembling those resulting from genetic depletion of macrophages. In addition to illuminating host-directed actions of the widespread T6SS protein apparatus, our findings highlight how localized bacteria-induced injury can reshape neuro-immune cellular dynamics to impact whole-organ physiology.

Are there general biophysical relationships governing the spatial organization of the gut microbiome? Despite growing realization that spatial structure is important for population stability, inter-bacterial competition, and host functions, it is unclear in any animal gut whether such structure is subject to predictive, unifying rules, or if it results from contextual, species-specific behaviors. To explore this, we used light sheet fluorescence microscopy to conduct a high-resolution comparative study of bacterial distribution patterns throughout the entire intestinal volume of live, larval zebrafish. Fluorescently tagged strains of seven bacterial symbionts, representing six different species native to zebrafish, were each separately mono-associated with animals that had been raised initially germ-free. The strains showed large differences in both cohesion---the degree to which they auto-aggregate---and spatial distribution. We uncovered a striking correlation between each strain's mean position and its cohesion, whether quantified as the fraction of cells existing as planktonic individuals, the average aggregate size, or the total number of aggregates. Moreover, these correlations held within species as well; aggregates of different sizes localized as predicted from the pan-species observations. Together, our findings indicate that bacteria within the zebrafish intestine are subject to generic processes that organize populations by their cohesive properties. The likely drivers of this relationship, peristaltic fluid flow, tubular anatomy, and bacterial growth and aggregation kinetics, are common throughout animals. We therefore suggest that the framework introduced here, of biophysical links between bacterial cohesion and spatial organization, should be useful for directing explorations in other host-microbe systems, formulating detailed models that can quantitatively map onto experimental data, and developing new tools that manipulate cohesion to engineer microbiome function.

Understanding the processes that spatially restrict resident gut bacteria and the mechanisms by which disease-causing pathobionts escape this control will open new avenues for microbiome-based therapies. Using live imaging and genetically engineered bacteria, we discovered that flagella-based swimming motility and chemotaxis enable a model Vibrio pathobiont to govern its own spatial organization within the larval zebrafish gut and to persist in the face of the disruptive forces of intestinal flow. Bacterial mutants lacking motility traits became aggregated and lumenally confined, making them susceptible to periodic expulsion from the host. Consequently, non-motile and non-chemotactic mutants experienced large fluctuations in absolute abundance and impaired interbacterial competition. Further, we found that motile bacterial cells induce expression of the proinflammatory cytokine TNF-alpha in gut-associated macrophages and the liver. Using inducible genetic switches, we demonstrate that swimming motility can be manipulated in situ to modulate the spatial organization, persistence, and inflammatory activity of gut bacteria.

The gut microbiota is a complex consortium of microorganisms with the ability to influence important aspects of host health and development. Harnessing this "microbial organ" for biomedical applications requires clarifying the degree to which host and bacterial factors act alone or in combination to govern the stability of specific lineages. To address this we combined bacteriological manipulation and light sheet fluorescence microscopy to monitor the dynamics of a defined two-species microbiota within the vertebrate gut. We observed that the interplay between each population and the gut environment produced distinct spatiotemporal patterns. Consequently, one species dominates while the other experiences dramatic collapses that are well fit by a stochastic mathematical model. Modeling revealed that bacterial competition could only partially explain the observed phenomena, suggesting that a host factor is also important in shaping the community. We hypothesized the host determinant to be gut motility, and tested this mechanism by measuring colonization in hosts with enteric nervous system dysfunction due to mutation in the Hirschsprung disease locus ret. In mutant hosts we found reduced gut motility and, confirming our hypothesis, robust coexistence of both bacterial species. This study provides evidence that host-mediated spatial structuring and stochastic perturbation of communities along with bacterial competition drives population dynamics within the gut. In addition, this work highlights the capacity of the enteric nervous system to affect stability of gut microbiota constituents, demonstrating that the "gut-brain axis" is bidirectional. Ultimately, these findings will help inform disease mitigation strategies focused on engineering the intestinal ecosystem.

ABSTRACT Bacterial viruses (known as “phages”) shape the ecology and evolution of microbial communities, making them promising targets for microbiome engineering. However, knowledge of phage biology is constrained because it remains difficult to study phage transmission dynamics within multi-member communities and living animal hosts. We therefore created “Phollow”: a live imaging-based approach for tracking phage replication and spread in situ with single-virion resolution. Combining Phollow with optically transparent zebrafish enabled us to directly visualize phage outbreaks within the vertebrate gut. We observed that virions can be rapidly taken up by intestinal tissues, including by enteroendocrine cells, and quickly disseminate to extraintestinal sites, including the liver and brain. Moreover, antibiotics trigger waves of interbacterial transmission leading to sudden shifts in spatial organization and composition of defined gut communities. Phollow ultimately empowers multiscale investigations connecting phage transmission to transkingdom interactions that have the potential to open new avenues for viral-based microbiome therapies.

The capacity to associate symbiotic bacteria with vital aspects of plant and animal biology is outpacing our understanding of the mechanisms shaping these interactions. A major barrier to mechanistic studies is the paucity of tools for genetically manipulating wild and diverse bacterial isolates. Solving this problem is crucial to elucidating the cellular and molecular rules that govern symbiotic relationships and ultimately harnessing them for agricultural and biomedical applications. Therefore, we constructed a series of vectors that expedite genetic knock-in and knock-out procedures across a range of bacterial lineages. This was accomplished by developing strategies for domestication-free bacterial conjugation, designing plasmids with customizable features, and streamlining allelic exchange using visual markers of homologous recombination. These tools enabled a comparative study based on live imaging of diverse bacterial symbionts native to the zebrafish intestine, with which we discovered heterogeneous colonization patterns and a striking correlation between bacterial population biogeography and cellular behavior.

Antibiotics induce large and highly variable changes in the intestinal microbiome even at sublethal concentrations, through mechanisms that remain elusive. Using gnotobiotic zebrafish, which allow high-resolution examination of microbial dynamics, we found that sublethal doses of the common antibiotic ciprofloxacin cause severe drops in bacterial abundance. Contrary to conventional views of antimicrobial tolerance, disruption was more pronounced for slow-growing, aggregated bacteria than for fast-growing, planktonic species. Live imaging revealed that antibiotic treatment promoted bacterial aggregation and increased susceptibility to intestinal expulsion. Intestinal mechanics therefore amplify the effects of antibiotics on resident bacteria. Microbial dynamics are captured by a biophysical model that connects antibiotic-induced collapses to gelation phase transitions in soft materials, providing a framework for predicting the impact of antibiotics on the intestinal microbiome.