ABSTRACT Consistent daylight oscillations and abundant oxygen availability are fundamental to human health. While both are connected from an evolutionary and cellular perspective, only oxygen is an established therapy in cardiovascular medicine. Here, we probe the mechanistic intersection between light-(Period 2, PER2) and oxygen-(hypoxia inducible factor, HIF1A) sensing pathways in cellular adaptation to low oxygen conditions with respect to myocardial ischemia. Using a whole genome array from daylight exposed wildtype or Per2 −/− mice, an affinity purification-mass spectrometry-based proteomics screen for PER2 targets in hypoxic human endothelial cells, and targeted metabolomics from human healthy volunteers after daylight therapy, we investigated the intersection of light and hypoxia elicited pathways. Housing mice under daylight conditions prior to myocardial ischemia and reperfusion (IR)-injury, uncovered circadian PER2 amplitude enhancement as novel cardioprotective strategy, mimicking HIF1A metabolic adaptation to myocardial ischemia in a PER2 regulated manner. Whole genome array analysis from daylight exposed wildtype and Per2 −/− mice or myocardial IR-injury in endothelial specific PER2 deficient mice ( Per2 loxP/loxP -VE-Cadherin -Cre) revealed a critical role for light elicited PER2 in maintaining the endothelial barrier function during myocardial ischemia. Mechanistic studies in human endothelia pointed towards a master transcriptional regulatory role for endothelial PER2 in metabolic reprograming to hypoxia via HIF1A, which was mimicked during normoxic PER2 stabilization. Translational investigation of light elicited pathways in human healthy volunteers found similar increases of PER2 or mimicking of HIF1A dependent metabolism. These studies identify light elicited circadian amplitude enhancement of endothelial PER2 as a novel cardioprotective strategy. Furthermore, these studies identify PER2 as critical control point of endothelial metabolic reprograming to maintain vascular integrity during myocardial IR-injury and implicate the use of daylight therapy to increase endothelial PER2 signaling as a strategy for the treatment of coronary artery disease.

ABSTRACT Pulmonary arterial hypertension (PAH) is a non-reversable condition that causes stiffening and narrowing of the pulmonary arteries. Many factors have been correlated with the initiation of pulmonary vascular remodeling in PAH. Female patients are more susceptible to, but have increased survival for, PAH, which the underlying mechanisms are not fully understood. This study focuses on human pulmonary arterial adventitial fibroblast (hPAAF) activation, which increases production of extracellular matrix proteins and microenvironmental stiffness in the pulmonary arteries. Here, we employed soft hydrogels that were dynamically stiffened to observe how the age and sex of human serum influenced hPAAF activation in response to microenvironmental stiffening. Results showed female and male cells responded differently to increases in microenvironmental stiffness and serum composition. Female hPAAF activation was relatively high on both soft and stiffened hydrogels, with little difference in activation between the two conditions, unless cultured in younger (age < 50) female serum. Male hPAAFs were less activated than female cells on soft hydrogels and less responsive to increases in microenvironmental stiffness regardless of serum composition. Increased circulating sex-hormone concentrations decreased activation on soft hydrogels, while increasing activation on stiffened hydrogels. Male-cell activation was highly influenced by progesterone, which was measured to be high in the commercially available fetal bovine serum tested here. Collectively, these results suggest that it may be possible to model the estrogen paradox observed in PAH in vitro and that it is critical for researchers to report cell sex and serum source when conducting in vitro experimentation.

Rationale: Human induced pluripotent stem cell derived cardiomyocytes (hiPSC-CMs) are a powerful platform for biomedical research. However, they are immature, which is a barrier to modeling adult-onset cardiovascular disease. Objective: We sought to develop a simple method which could drive cultured hiPSC-CMs towards maturity across a number of phenotypes. Methods and results: Cells were cultured in fatty acid-based media and plated on micropatterned surfaces to promote alignment and elongation. These cells display many characteristics of adult human cardiomyocytes, including elongated cell morphology, enhanced maturity of sarcomeric structures, metabolic behavior, and increased myofibril contractile force. Most notably, hiPSC-CMs cultured under optimal maturity-inducing conditions recapitulate the pathological hypertrophy caused by either a pro-hypertrophic agent or genetic mutations. Conclusions: The more mature hiPSC-CMs produced by the methods described here will serve as a useful in vitro platform for characterizing cardiovascular disease.

Introduction: More than 400 mutations in β-myosin, a slow myosin motor, can cause both cardiac and skeletal myopathy in humans. A small subset of these mutations, mostly located in the myosin rod, leads to a progressive skeletal muscle disease known as Laing distal myopathy (MPD1). While this disease has previously been studied using a variety of systems, it has never been studied in the mammalian muscle environment. Here, we describe a mouse model for the MPD1-causing mutation R1500P to elucidate disease pathogenesis and to act as a future platform for testing therapeutic interventions. Methods: Because mice have very few slow skeletal muscles compared to humans, we generated mice expressing the β-myosin R1500P mutation or WT β-myosin in fast skeletal muscle fibers and determined the structural and functional consequences of the R1500P mutation. Results: The mutant R1500P myosin affects both muscle histological structure and function and the mice exhibit a number of the histological hallmarks that are often identified in patients with MPD1. Furthermore, R1500P mice show decreased muscle strength and endurance, as well as ultrastructural abnormalities in the SR & t-tubules. Somewhat surprisingly because of its location in the rod, the R1500P mutation weakens acto-myosin binding by affecting cross-bridge detachment rate. Conclusions: While each group of MPD1-causing mutations most likely operates through distinct mechanisms, our model provides new insight into how a mutation in the rod domain impacts muscle structure and function and leads to disease.

Abstract Objective Vascular pathology, characterized by impaired vasoreactivity and mitochondrial respiration, differs between the sexes. Housing rats under thermoneutral (TN) conditions causes vascular dysfunction and perturbed metabolism. We hypothesized that perivascular adipose tissue (PVAT), a vasoregulatory adipose depot with brown adipose tissue (BAT) phenotype, remodels to a white adipose (WAT) phenotype in rats housed at TN, driving diminished vasoreactivity in a sex-dependent manner. Methods Male and female Wistar rats were housed at either room temperature (RT) or TN. Endpoints included changes in PVAT morphology, vasoreactivity in vessels with intact PVAT or transferred to PVAT of the oppositely-housed animal, vessel stiffness, vessel mitochondrial respiration and cellular signaling. Results Remodeling of PVAT was observed in rats housed at TN; animals in this environment showed PVAT whitening and displayed diminished aortae vasodilation (p<0.05), different between the sexes. Juxtaposing PVAT from RT rats onto aortae from TN rats in females corrected vasodilation (p<0.05); this did not occur in males. In aortae of all animals housed at TN, mitochondrial respiration was significantly diminished in lipid substrate experiments (p<0.05), and there was significantly less expression of peNOS (p<0.001). Conclusions These data are consistent with TN-induced remodeling of PVAT, notably associated with sex-specific blunting of vasoreactivity, diminished mitochondrial respiration, and altered cellular signaling.

Ion channels in excitable cells function in macromolecular complexes in which auxiliary proteins modulate the biophysical properties of the pore-forming subunits. Hyperpolarization-activated, cyclic nucleotide-sensitive HCN4 channels are critical determinants of membrane excitability in cells throughout the body, including thalamocortical neurons and cardiac pacemaker cells. We previously showed that the properties of HCN4 channels differ dramatically in different cell types, possibly due to the endogenous expression of auxiliary proteins. Here, we report the discovery of a family of endoplasmic reticulum transmembrane proteins that interact with and modulate HCN4. Lymphoid-restricted membrane protein (LRMP, Jaw1) and inositol trisphosphate receptor-associated guanylate kinase substrate (IRAG, Mrvi1, Jaw1L) are homologous proteins with small ER luminal domains and large cytoplasmic domains. Despite their homology, LRMP and IRAG have distinct effects on HCN4. LRMP is a loss-of-function modulator that inhibits the canonical depolarizing shift in the voltage-dependence of HCN4 activation in response to binding of cAMP. In contrast, IRAG causes a gain of HCN4 function by depolarizing the basal voltage-dependence of activation in the absence of cAMP. The mechanisms of action of LRMP and IRAG are novel; they are independent of trafficking and cAMP binding, and they are specific to the HCN4 isoform. We also found that IRAG is highly expressed in the mouse sinoatrial node where computer modeling predicts that its presence increases HCN4 availability. Our results suggest important roles for LRMP and IRAG in regulation of cellular excitability and as tools for advancing mechanistic understanding of HCN4 channel function.### Competing Interest StatementThe authors have declared no competing interest.