Mammalian organogenesis is a remarkable process. Within a short timeframe, the cells of the three germ layers transform into an embryo that includes most of the major internal and external organs. Here we investigate the transcriptional dynamics of mouse organogenesis at single-cell resolution. Using single-cell combinatorial indexing, we profiled the transcriptomes of around 2 million cells derived from 61 embryos staged between 9.5 and 13.5 days of gestation, in a single experiment. The resulting ‘mouse organogenesis cell atlas’ (MOCA) provides a global view of developmental processes during this critical window. We use Monocle 3 to identify hundreds of cell types and 56 trajectories, many of which are detected only because of the depth of cellular coverage, and collectively define thousands of corresponding marker genes. We explore the dynamics of gene expression within cell types and trajectories over time, including focused analyses of the apical ectodermal ridge, limb mesenchyme and skeletal muscle. Data from single-cell combinatorial-indexing RNA-sequencing analysis of 2 million cells from mouse embryos between embryonic days 9.5 and 13.5 are compiled in a cell atlas of mouse organogenesis, which provides a global view of developmental processes occurring during this critical period.

Chromosome conformation capture methods have identified subchromosomal structures of higher-order chromatin interactions called topologically associated domains (TADs) that are separated from each other by boundary regions. By subdividing the genome into discrete regulatory units, TADs restrict the contacts that enhancers establish with their target genes. However, the mechanisms that underlie partitioning of the genome into TADs remain poorly understood. Here we show by chromosome conformation capture (capture Hi-C and 4C-seq methods) that genomic duplications in patient cells and genetically modified mice can result in the formation of new chromatin domains (neo-TADs) and that this process determines their molecular pathology. Duplications of non-coding DNA within the mouse Sox9 TAD (intra-TAD) that cause female to male sex reversal in humans, showed increased contact of the duplicated regions within the TAD, but no change in the overall TAD structure. In contrast, overlapping duplications that extended over the next boundary into the neighbouring TAD (inter-TAD), resulted in the formation of a new chromatin domain (neo-TAD) that was isolated from the rest of the genome. As a consequence of this insulation, inter-TAD duplications had no phenotypic effect. However, incorporation of the next flanking gene, Kcnj2, in the neo-TAD resulted in ectopic contacts of Kcnj2 with the duplicated part of the Sox9 regulatory region, consecutive misexpression of Kcnj2, and a limb malformation phenotype. Our findings provide evidence that TADs are genomic regulatory units with a high degree of internal stability that can be sculptured by structural genomic variations. This process is important for the interpretation of copy number variations, as these variations are routinely detected in diagnostic tests for genetic disease and cancer. This finding also has relevance in an evolutionary setting because copy-number differences are thought to have a crucial role in the evolution of genome complexity.

Abstract Mouse models are a critical tool for studying human diseases, particularly developmental disorders, as well as for advancing our general understanding of mammalian biology. However, it has long been suspected that conventional approaches for phenotyping are insufficiently sensitive to detect subtle defects throughout the developing mouse. Here we set out to establish single cell RNA sequencing (sc-RNA-seq) of the whole embryo as a scalable platform for the systematic molecular and cellular phenotyping of mouse genetic models. We applied combinatorial indexing-based sc-RNA-seq to profile 101 embryos of 26 genotypes at embryonic stage E13.5, altogether profiling gene expression in over 1.6M nuclei. The 26 genotypes include 22 mouse mutants representing a range of anticipated severities, from established multisystem disorders to deletions of individual enhancers, as well as the 4 wildtype backgrounds on which these mutants reside. We developed and applied several analytical frameworks for detecting differences in composition and/or gene expression across 52 cell types or trajectories. Some mutants exhibited changes in dozens of trajectories ( e.g. , the pleiotropic consequences of altering the Sox9 regulatory landscape) whereas others showed phenotypes affecting specific subsets of cells. We also identify differences between widely used wildtype strains, compare phenotyping of gain vs. loss of function mutants, and characterise deletions of topological associating domain (TAD) boundaries. Intriguingly, even among these 22 mutants, some changes are shared by heretofore unrelated models, suggesting that developmental pleiotropy might be “decomposable” through further scaling of this approach. Overall, our findings show how single cell profiling of whole embryos can enable the systematic molecular and cellular phenotypic characterization of mouse mutants with unprecedented breadth and resolution.

Abstract Mouse models are a critical tool for studying human diseases, particularly developmental disorders 1 . However, conventional approaches for phenotyping may fail to detect subtle defects throughout the developing mouse 2 . Here we set out to establish single-cell RNA sequencing of the whole embryo as a scalable platform for the systematic phenotyping of mouse genetic models. We applied combinatorial indexing-based single-cell RNA sequencing 3 to profile 101 embryos of 22 mutant and 4 wild-type genotypes at embryonic day 13.5, altogether profiling more than 1.6 million nuclei. The 22 mutants represent a range of anticipated phenotypic severities, from established multisystem disorders to deletions of individual regulatory regions 4,5 . We developed and applied several analytical frameworks for detecting differences in composition and/or gene expression across 52 cell types or trajectories. Some mutants exhibit changes in dozens of trajectories whereas others exhibit changes in only a few cell types. We also identify differences between widely used wild-type strains, compare phenotyping of gain- versus loss-of-function mutants and characterize deletions of topological associating domain boundaries. Notably, some changes are shared among mutants, suggesting that developmental pleiotropy might be ‘decomposable’ through further scaling of this approach. Overall, our findings show how single-cell profiling of whole embryos can enable the systematic molecular and cellular phenotypic characterization of mouse mutants with unprecedented breadth and resolution.

Abstract Rare diseases and their underlying molecular causes are often poorly studied, posing challenges for patient diagnosis and prognosis. The development of next-generation sequencing and its decreasing costs promises to alleviate such issues by supplying personal genomic information at a moderate price. Here, we used crowdfunding as an alternative funding source to sequence the genome of Lil BUB, a celebrity cat affected by rare disease phenotypes characterized by supernumerary digits, osteopetrosis and dwarfism, all phenotypic traits that also occur in human patients. We discovered that Lil BUB is affected by two distinct mutations: a heterozygous mutation in the limb enhancer of the Sonic hedgehog gene, previously associated with polydactyly in Hemingway cats; and a novel homozygous frameshift deletion affecting the TNFRSF11A ( RANK ) gene, which has been linked to osteopetrosis in humans. We communicated the progress of this project to a large online audience, detailing the ‘inner workings’ of personalized whole genome sequencing with the aim of improving genetic literacy. Our results highlight the importance of genomic analysis in the identification of disease-causing mutations and support crowdfunding as a means to fund low-budget projects and as a platform for scientific communication.

The genome is organized in megabase-sized three-dimensional units, called Topologically Associated Domains (TADs), that are separated by boundaries. TADs bring distant cis-regulatory elements into proximity, a process dependent on the cooperative action of cohesin and the DNA binding factor CTCF. Surprisingly, genome-wide depletion of CTCF has little effect on transcription, yet structural variations affecting TADs have been shown to cause gene misexpression and congenital disease. Here, we investigate TAD function in vivo in mice by systematically editing components of TAD organization at the Sox9/Kcnj locus. We find that TADs are formed by a redundant system of CTCF sites requiring the removal of all major sites within the TAD and at the boundary for two neighboring TADs to fuse. TAD fusion resulted in leakage of regulatory activity from the Sox9 to the Kcnj TAD, but no major changes in gene expression. This indicates that TAD structures provide robustness and precision, but are not essential for developmental gene regulation. Gene misexpression and resulting disease phenotypes, however, were attained by re-directing regulatory activity through inversions and/or the re-positioning of boundaries. Thus, efficient re-wiring of enhancer promoter interaction and aberrant disease causing gene activation is not induced by a mere loss of insulation but requires the re-direction of contacts.

Embryonic gene expression is remarkably conserved across vertebrates as observed, for instance, in the developing hearts of chicken and mouse which diverged >300 million years ago. However, most cis regulatory elements (CREs) are highly divergent, which makes orthology tracing based on sequence similarity difficult, especially at larger evolutionary distances. Some evidence suggests functional conservation of CREs despite sequence divergence. However, it remains unclear how widespread such functional conservation might be. Here, we address this question by profiling the regulatory genome in the embryonic hearts of chicken and mouse at equivalent developmental stages. Gene expression and 3D chromatin structure show remarkable similiarity, while the majority of CREs are non-alignable between the two species. To identify orthologous CREs independent of sequence alignability, we introduce a synteny-based strategy called Interspecies Point Projection (IPP). Compared to alignment-based approaches, IPP identifies up to 5-fold more putative orthologs in chicken, and up to 9-fold across distantly related vertebrates. We term these sequence-diverged orthologs indirectly conserved and characterize their functional conservation compared to sequence-alignable, directly conserved CREs. Indirectly and directly conserved elements show similar enrichment of functional chromatin signatures and cell-type specific enhancer sequence composition. Yet, shared transcription factor binding sites between orthologs are more heavily rearranged in indirectly conserved elements. Finally, we validate functional conservation of indirectly conserved chicken enhancers in mouse using in vivo reporter assays. Taken together, by overcoming the limitations of alignment-based methods our results reveal functional conservation of CREs across large evolutionary distances is more widespread than previously recognized.

Abstract Homeotic genes code for key transcription factors (HOX-TFs) that pattern the animal body plan. During embryonic development, Hox genes are expressed in overlapping patterns and function in a partially redundant manner. In vitro biochemical screens probing the HOX-TF sequence specificity revealed largely overlapping sequence preferences, indicating that co-factors might modulate the biological function of HOX-TFs. However, due to their overlapping expression pattern, high protein homology, and insufficiently specific antibodies, little is known about their genome-wide binding preferences. In order to overcome this problem, we virally expressed tagged versions of limb-expressed posterior Hox genes (Hoxa9-13, and Hoxd9-13) in primary mesenchymal limb progenitor cells (micromass). We determined the effect of each HOX-TF on cellular differentiation (chondrogenesis) and gene expression and found that groups of HOX-TFs induce distinct regulatory programs. We used ChIP-seq to determine their individual genome-wide binding profiles and identified between 12,540 and 27,466 binding sites for each of the nine HOX-TFs. Principal Component Analysis (PCA) of binding profiles revealed that the HOX-TFs are clustered in two subgroups (Group 1: HOXA/D9, HOXA/D10, HOXD12, and HOXA13 and Group 2: HOXA/D11 and HOXD13), which are characterized by differences in their sequence specificity and by the presence of cofactor motifs. Specifically, we identified CTCF binding sites in Group 1, indicating that this subgroup of HOX-proteins cooperates with CTCF. We confirmed this interaction by an independent biological assay (proximity ligation assay) and showed that CTCF is a novel HOX cofactor that specifically associates with Group 1 HOX-TFs, pointing towards a possible interplay between HOX-TFs and chromatin architecture.