Abstract

 Wnt regulation of β-catenin degradation is essential for development and carcinogenesis. β-catenin degradation is initiated upon amino-terminal serine/threonine phosphorylation, which is believed to be performed by glycogen synthase kinase-3 (GSK-3) in complex with tumor suppressor proteins Axin and adnomatous polyposis coli (APC). Here we describe another Axin-associated kinase, whose phosphorylation of β-catenin precedes and is required for subsequent GSK-3 phosphorylation of β-catenin. This "priming" kinase is casein kinase Iα (CKIα). Depletion of CKIα inhibits β-catenin phosphorylation and degradation and causes abnormal embryogenesis associated with excessive Wnt/β-catenin signaling. Our study uncovers distinct roles and steps of β-catenin phosphorylation, identifies CKIα as a component in Wnt/β-catenin signaling, and has implications to pathogenesis/therapeutics of human cancers and diabetes.

ABSTRACT Phagocytic clearance of degenerating neurons is triggered by “eat-me” signals exposed on the neuronal surface. The conserved neuronal eat-me signal phosphatidylserine (PS) and the engulfment receptor Draper (Drpr) mediate phagocytosis of degenerating neurons in Drosophila . However, how PS is recognized by Drpr-expressing phagocytes in vivo remains poorly understood. Using multiple models of dendrite degeneration, we show that the Drosophila chemokine-like protein Orion can bind to PS and is responsible for detecting PS exposure on neurons; it is supplied cell-non-autonomously to coat PS-exposing dendrites and to mediate interactions between PS and Drpr, thus enabling phagocytosis. As a result, the accumulation of Orion on neurons and on phagocytes produces opposite outcomes by potentiating and suppressing phagocytosis, respectively. Moreover, the Orion dosage is a key determinant of the sensitivity of phagocytes to PS exposed on neurons. Lastly, mutagenesis analyses show that the sequence motifs shared between Orion and human immunomodulatory proteins are important for Orion function. Thus, our results uncover a missing link in PS-mediated phagocytosis in Drosophila and imply conserved mechanisms of phagocytosis of neurons. SIGNIFICANCE STATEMENT Phagocytes efficiently clear sick or damaged neuronal branches by engulfing them, while leaving healthy branches untouched. How phagocytes recognize degenerating neurites remains poorly understood. Here, we identified a key role for the secreted protein Orion in the detection and engulfment of degenerating neurites in Drosophila . Using multiple models of dendrite degeneration, we found that Orion acts as a bridging molecule between the neuronal “eat-me” signal phosphatidylserine and the engulfment receptor Draper on phagocytes, enabling phagocytosis. Our study reveals a missing link in phosphatidylserine-mediated phagocytosis in vivo , sheds light on factors determining the sensitivity of phagocytes, and implies the potential for manipulating the detection of neuronal “eat-me” signals in neurodegenerative diseases.

ABSTRACT After injury, severed dendrites and axons expose the “eat-me” signal phosphatidylserine (PS) on their surface and degenerate by disassembly. While axon degeneration is controlled by a conserved “axon-death” pathway that is thought to activate self-destruction, how PS exposure is regulated by this pathway and whether PS-induced phagocytosis contributes to neurite breakdown in vivo remain unknown. Here we show that in Drosophila sensory dendrites, PS exposure and self-destruction are triggered by two distinct levels of NAD + reduction downstream of Sarm activation. Surprisingly, phagocytosis is the main driver of dendrite degeneration induced by both genetic NAD + disruptions and injury. Furthermore, the axon-death factor Axed is only partially required for self-destruction of injured dendrites, acting in parallel with PS-induced phagocytosis. Lastly, injured dendrites exhibit a unique rhythmic calcium flashing that correlates with self-destruction. Therefore, a special genetic program coordinates PS exposure and self-destruction in injury-induced dendrite degeneration in vivo .

Abstract Mosaic animals have provided the platform for many fundamental discoveries in developmental biology, cell biology, and other fields. Techniques to produce mosaic animals by mitotic recombination have been extensively developed in Drosophila melanogaster but are less common for other laboratory organisms. Here, we report m osaic a nalysis by g RNA- i nduced c rossing-over (MAGIC), a new technique for generating mosaic animals based on DNA double-strand breaks produced by CRISPR/Cas9. MAGIC efficiently produces mosaic clones in both somatic tissues and the germline of Drosophila . Further, by developing a MAGIC toolkit for one chromosome arm, we demonstrate the method’s application in characterizing gene function in neural development and in generating fluorescently marked clones in wild-derived Drosophila strains. Eliminating the need to introduce recombinase-recognition sites in the genome, this simple and versatile system simplifies mosaic analysis in Drosophila and can be applied in any organism that is compatible with CRISPR/Cas9.

During prolonged nutrient restriction, developing animals redistribute vital nutrients to favor brain growth at the expense of other organs. In Drosophila, such brain sparing relies on a glia-derived growth factor to sustain proliferation of neural stem cells. However, whether other aspects of neural development are also spared under nutrient restriction is unknown. Here we show that dynamically growing somatosensory neurons in the Drosophila peripheral nervous system exhibit organ sparing at the level of arbor growth: Under nutrient stress, sensory dendrites preferentially grow as compared to neighboring non-neural tissues, resulting in dendrite overgrowth. Underlying this neuronal nutrient-insensitivity is the lower expression of the stress sensor FoxO in neurons. Consequently, nutrient restriction suppresses Tor signaling less and does not induce autophagy in neurons. Preferential dendrite growth is functional desirable because it results in heightened animal responses to sensory stimuli, indicative of a potential survival advantage under environmental challenges.

SUMMARY Lipid homeostasis is critical to the survival of neurons. Lipid transporters from the ATP-binding cassette A (ABCA) subfamily are important regulators of lipid trafficking and are associated with multiple neurodegenerative diseases. How ABCA transporters regulate specific aspects of lipid homeostasis to impact neurodegeneration is an outstanding question. Here we report that the Drosophila ABCA protein Engulfment ABC Transporter in the ovary (Eato) contributes to phagocytosis-dependent neurodegeneration by playing two opposing roles in neurons and nearby phagocytes: In neurons, Eato prevents dendrites and axons from being attacked and engulfed by neighboring phagocytes; in phagocytes, however, Eato enhances the ability of these cells to detect neurons as engulfment targets. Thus, Eato deficiency in neurons alone results in severe phagocytosis-dependent dendrite and axon degeneration, whereas removing Eato from both neurons and phagocytes completely rescues the neurite degeneration. Surprisingly, Eato exerts its functions in both neurons and phagocytes by suppressing the effects of the eat-me signal phosphatidylserine (PS) exposed on the cell surface. Interestingly, multiple human and C. elegans ABCA homologs can compensate for the loss of Eato in phagocytes but not in neurons, suggesting both conserved and cell type-specific activities of these ABCA proteins. These results reveal how ABCA proteins participate in neurodegeneration by regulating PS homeostasis and imply possible mechanisms of neuron-phagocyte interactions in neurodegenerative diseases.

Abstract Sensory neurons enable an organism to perceive external stimuli, which is essential for survival. The sensory capacity of a neuron depends on the elaboration of its dendritic arbor and the delivery of sensory ion channels to the dendritic membrane. However, it is not well understood how ion channels are trafficked to sensory dendrites and whether their delivery is coordinated with dendrite growth. We investigated the trafficking of the DEG/ENaC/ASIC ion channel Pickpocket (Ppk) in peripheral sensory neurons in fruit fly larvae. We used CRISPR-Cas9 genome engineering to tag endogenous Ppk1 and visualize it live, including monitoring Ppk1 membrane localization via a novel secreted split-GFP approach. Strikingly, Ppk1 is present throughout the membrane of actively growing dendrites, and Ppk1 density scales in proportion to the dendritic membrane, even when dynein-mediated transport to dendrites is disrupted. Our data suggest that Ppk1 is integral to the membrane of growing dendrites and implicate the recycling endosome GTPase Rab11 in the forward trafficking of Ppk1 to dendrites. Together, our results suggest that Ppk channel transport is coordinated with dendrite morphogenesis, thus ensuring proper ion channel levels and distribution in sensory dendrites. Author Summary Peripheral sensory neurons are essential for an organism to interact with its environment. Neurons are composed of signal-receiving dendrites and a signal-sending axon. Ion channels distributed throughout sensory dendrites transduce external stimuli into chemical signals, however the mechanisms that localize ion channels to sensory dendrites are not well understood. Both the composition of ion channels in the dendrites and the structure of a sensory neuron’s dendritic arbor are important for how it functions to sense external stimuli. Using live imaging and genomic engineering, we have discovered that the localization of a sensory ion channel, Pickpocket, in fruit fly sensory neurons is coordinated with growth of the dendritic arbor and that Pickpocket levels scale in proportion to dendrite length, even when transport to dendrites is disrupted. We also developed a novel genetically encoded approach to visualize the membrane expression of proteins in a living organism utilizing the split-GFP system. We found that both the secretory and endosomal networks mediate the forward trafficking of Pickpocket during neuronal morphogenesis, thus coordinating membrane growth with ion channel delivery. Our findings reveal that actively growing sensory dendrites are equipped with the ion channels needed for sensing external stimuli.

Abstract Drosophila has been a powerful model system for biological studies due to the wide range of genetic tools established for it. Among these tools, Gal4 is the most abundant, offering unparalleled tissue- and developmental stage-specificity for gene manipulation. In comparison, other genetic reagents are far fewer in choices. Here we present a genetic toolkit for converting Gal4 strains into LexA and Flippase transgenes through simple genetic crosses and fluorescence screening. We demonstrate the proof-of-principle by converting ten Gal4 lines that exhibit diverse tissue specificities and examined the activity patterns of the converted LexA and Flippase lines. Gal4-to-LexA and Flp conversion is fast and convenient and should greatly expand the choices of LexA and Flp for binary expression and FRT-based mosaic analysis, respectively, in Drosophila .

ABSTRACT CRISPR/Cas9 has emerged as a powerful technology for tissue-specific mutagenesis. However, tissue-specific CRISPR/Cas9 tools currently available in Drosophila remain deficient in three significant ways. First, many existing gRNAs are inefficient, such that further improvements of gRNA expression constructs are needed for more efficient and predictable mutagenesis in both somatic and germline tissues. Second, it has been difficult to label mutant cells in target tissues with current methods. Lastly, application of tissue-specific mutagenesis at present often relies on Gal4-driven Cas9, which hampers the flexibility and effectiveness of the system. Here we tackle these deficiencies by building upon our previous CRISPR-mediated tissue restricted mutagenesis (CRISPR-TRiM) tools. First, we significantly improved gRNA efficiency in somatic tissues by optimizing multiplexed gRNA design. Similarly, we also designed efficient dual-gRNA vectors for the germline. Second, we developed methods to positively and negatively label mutant cells in tissue-specific mutagenesis by incorporating co-CRISPR reporters into gRNA expression vectors. Lastly, we generated genetic reagents for convenient conversion of existing Gal4 drivers into tissue-specific Cas9 lines based on homology-assisted CRISPR knock-in (HACK). In this way, we expand the choices of Cas9 for CRISPR-TRiM analysis to broader tissues and developmental stages. Overall, our upgraded CRISPR/Cas9 tools make tissue-specific mutagenesis more versatile, reliable, and effective in Drosophila . These improvements may be also applied to other model systems.