Abstract The OsTIR1/auxin-inducible degron (AID) system allows “on demand” selective and reversible protein degradation upon exposure to the phytohormone auxin. In the current format, this technology does not allow to study the effect of acute protein depletion selectively in one phase of the cell cycle, as auxin similarly affects all the treated cells irrespectively of their proliferation status. Therefore, the AID system requires coupling with cell synchronization techniques, which can alter the basal biological status of the studied cell population. Here, we introduce a new AID system to Regulate OsTIR1 Levels based on the Cell Cycle Status (ROLECCS system), which induces proteolysis of both exogenously transfected and endogenous gene-edited targets in specific phases of the cell cycle. This new tool paves the way to studying the differential roles that target proteins may have in specific phases of the cell cycle.

Our previous studies have shown that IWS1 (Interacts with Spt6) is a phosphorylation target of AKT and regulates the alternative RNA splicing of FGFR2, linking IWS1 with human Non-Small Cell Lung Cancer. To further address the role of IWS1 in alternative RNA splicing in lung cancer, we performed an RNA-seq study using lung adenocarcinoma cells in which IWS1 was knocked down or replaced by its phosphorylation site mutant. The results identified a novel, exon 2 deficient splice variant of the splicing factor U2 Associated-Factor 2 (U2AF2), whose abundance increases, upon the loss of phosphorylated IWS1. This exon encodes part of the U2AF65 Serine-Rich (SR) Domain, which is required for its binding with pre-mRNA Processing factor 19 (Prp19). Here, we show that U2AF2 exon 2 inclusion depends on phosphorylated IWS1, by promoting histone H3K36 trimethylation and the assembly of LEDGF/SRSF1 splicing complexes, in a cell-cycle specific manner. Inhibition of the pathway results in the downregulation of cell cycle division associated 5 (CDCA5), a phosphorylation target and regulator of ERK, leading to G2/M phase arrest, impaired cell proliferation and tumor growth in mouse xenografts models, an effect more pronounced in EGFR mutant cells. Analysis of lung adenocarcinoma samples revealed strong correlations between IWS1 phosphorylation, U2AF2 RNA splicing, and Sororin/p-ERK levels, especially in EGFR, as opposed to K-RAS mutant patients. More importantly, IWS1 phosphorylation and U2AF2 RNA splicing pattern are positively correlated with tumor stage, grade and metastasis, and associated with poor survival in the same patients. This work highlights the instrumental role of the AKT/p-IWS1 axis to alternative RNA splicing in governing cell cycle progression and tumorigenesis and proposes this axis as a novel drug target in EGFR mutant lung adenocarcinoma, by concomitantly affecting the epigenetic regulation of RNA processing and oncogenic signals.

The biological functions of the scaffold protein Ran Binding Protein 9 (RanBP9) remain elusive in macrophages or any other cell type where this protein is expressed together with its CTLH (C-terminal to LisH) complex partners. We have engineered a new mouse model, named RanBP9-TurnX, where RanBP9 fused to three copies of the HA tag (RanBP9-3xHA) can be turned into RanBP9-V5 tagged upon Cre-mediated recombination. We created this model to enable stringent biochemical studies at cell type specific level throughout the entire organism. Here, we have used this tool crossed with LysM-Cre transgenic mice to identify RanBP9 interactions in lung macrophages. We show that RanBP9-V5 and RanBP9-3xHA can be both co-immunoprecipitated with the known members of the CTLH complex from the same whole lung lysates. However, more than ninety percent of the proteins pulled down by RanBP9-V5 differ from those pulled-down by RanBP9-HA. The lung RanBP9-V5 associated proteome includes previously unknown interactions with macrophage-specific proteins as well as with players of the innate immune response, DNA damage response, metabolism, and mitochondrial function. This work provides the first lung specific RanBP9-associated interactome in physiological conditions and reveals that RanBP9 and the CTLH complex could be key regulators of macrophage bioenergetics and immune functions.

Abstract The Severe Acute Respiratory Syndrome Coronavirus-2 (SARS-CoV-2), also known as 2019 novel coronavirus (2019-nCoV), is a highly infectious RNA virus. A still-debated percentage of patients develop coronavirus disease 2019 (COVID-19) after infection, whose symptoms include fever, cough, shortness of breath and fatigue. Acute and life-threatening respiratory symptoms are experienced by 10-20% of symptomatic patients, particularly those with underlying medical conditions that includes diabetes, COPD and pregnancy. One of the main challenges in the containment of COVID-19 is the identification and isolation of asymptomatic/pre-symptomatic individuals. As communities re-open, large numbers of people will need to be tested and contact-tracing of positive patients will be required to prevent additional waves of infections and enable the continuous monitoring of the viral loads COVID-19 positive patients. A number of molecular assays are currently in clinical use to detect SARS-CoV-2. Many of them can accurately test hundreds or even thousands of patients every day. However, there are presently no testing platforms that enable more than 10,000 tests per day. Here, we describe the foundation for the REcombinase Mediated BaRcoding and AmplificatioN Diagnostic Tool (REMBRANDT), a high-throughput Next Generation Sequencing-based approach for the simultaneous screening of over 100,000 samples per day. The REMBRANDT protocol includes direct two-barcoded amplification of SARS-CoV-2 and control amplicons using an isothermal reaction, and the downstream library preparation for Illumina sequencing and bioinformatics analysis. This protocol represents a potentially powerful approach for community screening, a major bottleneck for testing samples from a large patient population for COVID-19.

The lack of tools to reliably detect RanBP9 in vivo has significantly hampered progress in understanding the biological functions of this scaffold protein. We report here the generation of a novel mouse strain, RanBP9-TT, in which the endogenous protein is fused with a double (V5-HA) epitope tag at the C-terminus. We show that the double tag does not interfere with the essential functions of RanBP9. In contrast to RanBP9 constitutive knock-out animals, RanBP9-TT mice are viable, fertile and do not show any obvious phenotype. The V5-HA tag allows unequivocal detection of RanBP9 both by IHC and WB. Importantly, immunoprecipitation and mass spectrometry analyses reveal that the tagged protein pulls down known interactors of wild type RanBP9. Thanks to the increased detection power, we are also unveiling a novel interaction with Nucleolin, a prominent nucleolar protein.In summary, we report the generation of a new mouse line in which RanBP9 expression and interactions can be reliably studied by the use of commercially available αtag antibodies. The use of this line will help to overcome some of the existing limitations in the study of RanBP9 and potentially reveal novel functions of this protein in vivo such as those linked to Nucleolin.

The authors have withdrawn their manuscript. While attempting to reproduce the data on the alternative splicing of exon 2 of U2AF2, they observed that the proposed splicing mechanism could not give rise to a functional U2AF2 protein. In addition, they observed evidence of manipulation in the electropherogram of the splicing junction between exons 1 and 3 and in the primary data on which this electropherogram was based, which were deposited in Mendeley by the first author. These observations raise questions on the integrity of the reported results. In light of this information, the authors have no confidence in the key findings of the paper, and therefore, do not wish it to be cited. If you have any questions, please contact the corresponding author.