Summary We enhance the performance of confocal microscopy over imaging scales spanning tens of nanometers to millimeters in space and milliseconds to hours in time, improving volumetric resolution more than 10-fold while simultaneously reducing phototoxicity. We achieve these gains via an integrated, four-pronged approach: 1) developing compact line-scanners that enable sensitive, rapid, diffraction-limited imaging over large areas; 2) combining line-scanning with multiview imaging, developing reconstruction algorithms that improve resolution isotropy and recover signal otherwise lost to scattering; 3) adapting techniques from structured illumination microscopy, achieving super-resolution imaging in densely labeled, thick samples; 4) synergizing deep learning with these advances, further improving imaging speed, resolution and duration. We demonstrate these capabilities on more than twenty distinct fixed and live samples, including protein distributions in single cells; nuclei and developing neurons in Caenorhabditis elegans embryos, larvae, and adults; myoblasts in Drosophila wing imaginal disks; and mouse renal, esophageal, cardiac, and brain tissues.

ABSTRACT Topoisomerase II (Top2) is an essential enzyme that resolves catenanes between sister chromatids as well as supercoils associated with the over- or under-winding of duplex DNA. Top2 alters DNA topology by making a double-strand break (DSB) in DNA and passing an intact duplex through the break. Each component monomer of the Top2 homodimer nicks one of the DNA strands and forms a covalent phosphotyrosyl bond with the 5’ end. Stabilization of this intermediate by chemotherapeutic drugs such as etoposide leads to persistent and potentially toxic DSBs. We describe the isolation of a yeast top2 mutant ( top2- F1025Y,R1128G ) whose product generates a stabilized cleavage intermediate in vitro . In yeast cells, overexpression of the top2- F1025Y,R1128G allele is associated with a novel mutation signature that is characterized by de novo duplications of DNA sequence that depend on the nonhomologous end-joining pathway of DSB repair. Top2-associated duplications are promoted by the clean removal of the enzyme from DNA ends and are suppressed when the protein is removed as part of an oligonucleotide. TOP2 cells treated with etoposide exhibit the same mutation signature, as do cells that over-express the wild-type protein. These results have implications for genome evolution and are relevant to the clinical use of chemotherapeutic drugs that target Top2. SIGNIFICANCE STATEMENT DNA-strand separation during transcription and replication creates topological problems that are resolved by topoisomerases. These enzymes nick DNA strands to allow strand passage and then reseal the broken DNA to restore its integrity. Topoisomerase II (Top2) nicks complementary DNA strands to create double-strand break (DSBs) intermediates that can be stabilized by chemotherapeutic drugs and are toxic if not repaired. We identified a mutant form of yeast Top2 that forms stabilized cleavage intermediates in the absence of drugs. Over- expression of the mutant Top2 was associated with a unique mutation signature in which small (1-4 bp), unique segments of DNA were duplicated. These de novo duplications required the nonhomologous end-joining pathway of DSB repair, and their Top2-dependence has clinical and evolutionary implications.

Summary paragraph Poly-(ADP-ribose) polymerase inhibitors (PARPi) elicit anti-tumour activity in homologous recombination defective cancers by promoting cytotoxic, chromatin-bound, “trapped” PARP1. How cells process trapped PARP1 remains unclear. By exploiting wild-type or trapping-resistant PARP1 transgenes combined with either a rapid immunoprecipitation mass-spectrometry of endogenous proteins (RIME)-based approach, or PARP1 Apex2-proximity labelling linked to mass-spectrometry, we generated proteomic profiles of trapped and non-trapped PARP1 complexes. This combined approach identified an interaction between trapped PARP1 and the ubiquitin-regulated p97 ATPase (aka VCP). Subsequent experiments demonstrated that upon trapping, PARP1 is SUMOylated by the SUMO-ligase PIAS4 and subsequently ubiquitinated by the SUMO-targeted E3-ubiquitin ligase, RNF4, events that promote p97 recruitment and p97 ATPase-mediated removal of trapped-PARP1 from chromatin. Consistent with this, small molecule p97 complex inhibitors, including a metabolite of the clinically-used drug disulfiram (CuET) that acts as a p97 sequestration agent, prolong PARP1 trapping and thus enhance PARPi-induced cytotoxicity in homologous recombination-defective tumour cells and patient-derived tumour organoids. Taken together, these results suggest that p97 ATPase plays a key role in the processing of trapped PARP1 from chromatin and the response of homologous recombination defective tumour cells to PARPi.

DNA-protein crosslinks (DPCs) are among the most ubiquitous and detrimental DNA lesions which arise from exposure to metabolic stresses, drugs, or crosslinking agents such as formaldehyde (FA). FA is a cellular by-product of methanol metabolism, histone demethylation, lipid peroxidation as well as environmental pollutants. Failure to repair FA-induced DPCs blocks nearly all chromatin-based processes including replication and transcription, leading to immunodeficiencies, neurodegeneration, and cancer. Yet, it remains largely unknown how the cell repairs DPCs. The study of DPC repair is impeded by our incomprehension of the types of proteins crosslinked by FA due to the lack of techniques to identify the DPCs. Here, we designed a novel bioassay to profile FA-induced DPCs by coupling cesium chloride differential ultracentrifugation with HPLC-mass spectrometry (MS). Using the method, we revealed the proteome of FA-induced DPCs in human cells and found that the most abundant proteins that form DPCs are PARP1, topoisomerases I and II, methyltransferases, DNA and RNA polymerases, histones, as well as ribosomal proteins. To identify enzymes that repair DPCs, we carried out RNA interference screening and found that downregulation of flap endonuclease 1 (FEN1) rendered cells hypersensitive to FA. Since FEN1 possesses 5'-flap endonuclease activity, we hypothesized that FA induces DPC-conjugated 5'-flap DNA fragments that can be processed by FEN1. Indeed, we demonstrate that FA damages DNA bases that are converted into 5'-flap via the base excision pathway (BER). We also observed that the damaged DNA bases were colocalized with DPCs and FEN1. Mechanistically, we showed that FEN1 repairs FA-induced DPCs in vivo and cleaves 5'-flap DNA substrate harboring DPC mimetic in vitro. We also found that FEN1 repairs enzymatic topoisomerase II (TOP2)-DPCs induced by their inhibitors etoposide and doxorubicin independently of the BER pathway, and that FEN1 and the DPC-targeting protease SPRTN act as parallel pathways for the repair of both FA-induced non-enzymatic DPCs and etoposide-induced enzymatic TOP2-DPCs. Notably, we found that FA-induced non-enzymatic DPCs and enzymatic TOP2-DPCs are promptly modified by poly-ADP-ribosylation (PARylation), a post-translational modification catalyzed by PARP1, a key DNA damage response effector that acts by PARylating both DNA damage sites and DNA repair proteins. We performed immunoprecipitation (IP) assays with anti-PAR antibody for HPLC-MS and identified FEN1 as a PARylation substrate. Next, we showed that PARylation of DPC substrates signaled FEN1 whereas PARylation of FEN1 drove FEN1 to DPC sites. Finally, using the enzymatic labeling of the terminal ADP-ribose-MS method, we identified the E285 residue of FEN1 as a dominant PARylation site, which appeared to be required for FEN1 relocation to DPCs. Taken together, our work not only unveiled the identities of FA-induced DPCs but also discovered an unprecedented PARP1-FEN1 nuclease pathway as a universal and imperative mechanism to repair the miscellaneous DPCs and prevent DPC-induced genomic instability.

Topoisomerase cleavage complexes (TOPccs) can be stalled physiologically and by the anticancer drugs camptothecins (TOP1 inhibitors) and etoposide (TOP2 inhibitor), yielding irreversible TOP DNA-protein crosslinks (TOP-DPCs). Here we elucidate how TOP-DPCs are degraded via the SUMO-ubiquitin (Ub) pathway. We show that in human cells, TOP-DPCs are promptly and sequentially conjugated by SUMO-2/3, SUMO-1 and Ub. SUMOylation is catalyzed by the SUMO ligase PIAS4, which forms a complex with both TOP1 and TOP2α and β. RNF4 acts as the SUMO-targeted ubiquitin ligase (STUbL) for both TOP1- and TOP2-DPCs in a SUMO-dependent but replication/transcription-independent manner. This SUMO-Ub pathway is conserved in yeast with Siz1 the ortholog of PIAS4 and Slx5-Slx8 the ortholog of RNF4. Our study reveals a conserved SUMO-dependent ubiquitylation pathway for proteasomal degradation of both TOP1- and TOP2-DPCs and potentially for other DPCs.

Abstract We demonstrate diffraction-limited and super-resolution imaging through thick layers (tens-hundreds of microns) of BIO-133, a biocompatible, UV-curable, commercially available polymer with a refractive index (RI) matched to water. We show that cells can be directly grown on BIO-133 substrates without the need for surface passivation and use this capability to perform extended time-lapse volumetric imaging of cellular dynamics 1) at isotropic resolution using dual-view light-sheet microscopy, and 2) at super-resolution using instant structured illumination microscopy. BIO-133 also enables immobilization of 1) Drosophila tissue, allowing us to track membrane puncta in pioneer neurons, and 2) Caenorhabditis elegans , which allows us to image and inspect fine neural structure and to track pan-neuronal calcium activity over hundreds of volumes. Finally, BIO-133 is compatible with other microfluidic materials, enabling optical and chemical perturbation of immobilized samples, as we demonstrate by performing drug and optogenetic stimulation on cells and C. elegans .

Genetic inactivation of TOP3B is linked with schizophrenia, autism, intellectual disability and cancer. The present study demonstrates that in vivo TOP3B forms both RNA and DNA cleavage complexes (TOP3Bccs) and reveals a pathway for repairing TOP3Bccs. For detecting cellular TOP3Bccs, we engineered a self-trapping mutant of TOP3B (R338W TOP3B) and to determine how human cells repair TOP3Bccs, we depleted tyrosyl-DNA phosphodiesterases (TDP1 and TDP2). TDP2-deficient cells produced elevated TOP3Bccs both in DNA and RNA. Conversely, overexpression of TDP2 lowered cellular TOP3Bccs. Using recombinant human TDP2, we demonstrate that TDP2 cannot excise the native form of TOP3Bccs. Hypothesizing that TDP2 cannot access phosphotyrosyl linkage unless TOP3B is either proteolyzed or denatured, we found that cellular TOP3Bccs are ubiquitinated by the E3 Ubiquitin Ligase TRIM41 before undergoing proteasomal degradation and excision by TDP2.

Both transcription and replication can take place simultaneously on the same DNA template, potentially leading to transcription-replication conflicts (TRCs) and topological problems. Here we asked which topoisomerase(s) is/are the best candidate(s) for sensing TRC. Genome-wide topoisomerase binding sites were mapped in parallel for all the nuclear topoisomerases (TOP1, TOP2A, TOP2B, TOP3A and TOP3B). To increase the signal to noise ratio (SNR), we used ectopic expression of those topoisomerases in H293 cells followed by a modified CUT&Tag method. Although each topoisomerase showed distinct binding patterns, all topoisomerase binding signals positively correlated with gene transcription. TOP3A binding signals were suppressed by DNA replication inhibition. This was also observed but to a lesser extent for TOP2A and TOP2B. Hence, we propose the involvement of TOP3A in sensing both head-on TRCs (HO-TRCs) and co-directional TRCs (CD-TRCs). In which case, the TOP3A signals appear concentrated within the promoters and first 20 kb regions of the 5' -end of genes, suggesting the prevalence of TRCs and the recruitment of TOP3A in the 5'-regions of transcribed and replicated genes.