ABSTRACT Background The development of CRISPR genome editing has transformed biomedical research. Most applications reported thus far rely upon the Cas9 protein from Streptococcus pyogenes SF370 (SpyCas9). With many RNA guides, wild-type SpyCas9 can induce significant levels of unintended mutations at near-cognate sites, necessitating substantial efforts toward the development of strategies to minimize off-target activity. Although the genome-editing potential of thousands of other Cas9 orthologs remains largely untapped, it is not known how many will require similarly extensive engineering to achieve single-site accuracy within large (e.g. mammalian) genomes. In addition to its off-targeting propensity, SpyCas9 is encoded by a relatively large (~4.2 kb) open reading frame, limiting its utility in applications that require size-restricted delivery strategies such as adeno-associated virus vectors. In contrast, some genome-editing-validated Cas9 orthologs (e.g. from Staphylococcus aureus, Campylobacter jejuni, Geobacillus stearothermophilus and Neisseria meningitidis ) are considerably smaller and therefore better suited for viral delivery. Results Here we show that wild-type NmeCas9, when programmed with guide sequences of natural length (24 nucleotides), exhibits a nearly complete absence of unintended editing in human cells, even when targeting sites that are prone to off-target activity with wildtype SpyCas9. We also validate at least six variant protospacer adjacent motifs (PAMs), in addition to the preferred consensus PAM (5’-N 4 GATT-3’), for NmeCas9 genome editing in human cells. Conclusions Our results show that NmeCas9 is a naturally high-fidelity genome editing enzyme and suggest that additional Cas9 orthologs may prove to exhibit similarly high accuracy, even without extensive engineering.

Abstract Type V CRISPR–Cas12a systems are an attractive alternative nuclease platform for specific genome editing applications. However, previous studies demonstrate that there is a gap in overall activity between Cas12a and Cas9 in primary cells. Here we describe optimization to the nuclear localization signal composition and architecture of Cas12a to facilitate highly efficient targeted mutagenesis in mammalian cell lines (HEK293T, Jurkat, and K562 cells) and primary cells (NK cells and CD34+ HSPCs), regardless of Cas12a ortholog. A 3xNLS Cas12a architecture resulted in the most robust editing platform. The improved editing activity of Cas12a in both NK cells and CD34+ HSPCs resulted in pronounced phenotypic changes associated with target gene editing. Lastly, we demonstrated that optimization of the NLS composition and architecture of Cas12a did not decrease the specificity of editing in HEK293T and CD34+ HSPCs. Our new Cas12a NLS variant provides an improved nuclease platform for therapeutic genome editing.

Inflammatory stresses underlie endothelial dysfunction and contribute to the development of chronic cardiovascular disorders such as atherosclerosis and vascular fibrosis. The initial transcriptional response of endothelial cells to pro-inflammatory cytokines such as TNF-alpha is well established. However, very few studies uncover the effects of inflammatory stresses on chromatin architecture. We used integrative analysis of ATAC-seq and RNA-seq data to investigate chromatin alterations in human endothelial cells in response to TNF-alpha and febrile-range heat stress exposure. Multi-omics data analysis suggests a correlation between the transcription of stress-related genes and endothelial dysfunction drivers with chromatin regions exhibiting differential accessibility. Moreover, microscopy identified the dynamics in the nuclear organization, specifically, the changes in a subset of heterochromatic nucleoli-associated chromatin domains, the centromeres. Upon inflammatory stress exposure, the centromeres decreased association with nucleoli in a p38-dependent manner and increased the number of transcripts from pericentromeric regions. Overall, we provide two lines of evidence that suggest chromatin alterations in vascular endothelial cells during inflammatory stresses.

RNA-guided nucleases (e.g. CRISPR-Cas) are used in a breadth of clinical and basic scientific subfields for the investigation or modification of biological processes. While these modern platforms for site-specific DNA cleavage are highly accurate, some applications (e.g. gene editing therapeutics) cannot tolerate DNA breaks at off-target sites, even at low levels. Thus, it is critically important to determine the genome-wide targeting profile of candidate RNA-guided nucleases prior to use. GUIDE-seq is a high-quality, easy-to-execute molecular method that detects and quantifies off-target cleavage. However, this method remains costly and inaccessible to many researchers due to its library sequencing and analysis protocols, which require a MiSeq platform that must be preprogramed for non-standard output. Here, we present GS-Preprocess, an open-source containerized software that can use standard raw data output (BCL file format) from any Illumina sequencer to create input for the Bioconductor GUIDEseq off-target profiling package. Single-command GS-Preprocess performs FASTQ demultiplexing, adapter trimming, alignment, and UMI reference construction, improving the ease and accessibility of the GUIDE-seq method for a wide range of researchers.

Mapping proteomic composition at distinct genomic loci and subnuclear landmarks in living cells has been a long-standing challenge. Here we report that dCas9-APEX2 Biotinylation at genomic Elements by Restricted Spatial Tagging (C-BERST) allows the unbiased mapping of proteomes near defined genomic loci, as demonstrated for telomeres. C-BERST enables the high-throughput identification of proteins associated with specific sequences, facilitating annotation of these factors and their roles in nuclear and chromosome biology. Mapping proteomic composition at distinct genomic loci and subnuclear landmarks in living cells has been a long-standing challenge. Here we report that dCas9-APEX2 Biotinylation at genomic Elements by Restricted Spatial Tagging (C-BERST) allows the rapid, unbiased mapping of proteomes near defined genomic loci, as demonstrated for telomeres and centromeres. By combining the spatially restricted enzymatic tagging enabled by APEX2 with programmable DNA targeting by dCas9, C-BERST has successfully identified nearly 50% of known telomere-associated factors and many known centromere-associated factors. We also identified and validated SLX4IP and RPA3 as telomeric factors, confirming C-BERST's utility as a discovery platform. C-BERST enables the rapid, high-throughput identification of proteins associated with specific sequences, facilitating annotation of these factors and their roles in nuclear and chromosome biology.

Upon exposure to environmental stressors, cells transiently arrest the cell cycle while they adapt and restore homeostasis. A challenge for all cells is to distinguish between diverse stress signals and coordinate the appropriate adaptive response with cell cycle arrest. Here we investigate the role of the stress-activated phosphatase calcineurin (CN) in this process and show that CN utilizes multiple pathways to control the cell cycle. Upon activation, CN inhibits transcription factors (TFs) that regulate the G1/S transition through activation of the stress-activated MAPK Hog1. In contrast, CN inactivates G2/M TFs through a combination of Hog1-dependent and -independent mechanisms. These findings demonstrate that CN and Hog1 act in a coordinated manner at multiple nodes of the cell cycle-regulatory network to rewire gene expression and arrest cells in response to stress. Our results suggest that crosstalk between CN and stress-activated MAPKs helps cells tailor their adaptive responses to specific stressors.

While genome editing has been revolutionized by the advent of CRISPR-based nucleases, difficulties in achieving efficient, nuclease-mediated, homology-directed repair (HDR) still limit many applications. Commonly used DNA donors such as plasmids suffer from low HDR efficiencies in many cell types, as well as integration at unintended sites. In contrast, single-stranded DNA (ssDNA) donors can produce efficient HDR with minimal off-target integration. Here, we describe the use of ssDNA phage to efficiently and inexpensively produce long circular ssDNA (cssDNA) donors. These cssDNA donors serve as efficient HDR templates when used with Cas9 or Cas12a, with integration frequencies superior to linear ssDNA (lssDNA) donors. To evaluate the relative efficiencies of imprecise and precise repair for a suite of different Cas9 or Cas12a nucleases, we have developed a modified Traffic Light Reporter (TLR) system [TLR-Multi-Cas Variant 1 (MCV1)] that permits side-by-side comparisons of different nuclease systems. We used this system to assess editing and HDR efficiencies of different nuclease platforms with distinct DNA donor types. We then extended the analysis of DNA donor types to evaluate efficiencies of fluorescent tag knock-ins at endogenous sites in HEK293T and K562 cells. Our results show that cssDNA templates produce efficient and robust insertion of reporter tags. Targeting efficiency is high, allowing production of biallelic integrants using cssDNA donors. cssDNA donors also outcompete lssDNA donors in template-driven repair at the target site. These data demonstrate that circular donors provide an efficient, cost-effective method to achieve knock-ins in mammalian cell lines.

Background Heterochromatin in eukaryotic interphase cells frequently localizes to the nucleolar periphery (nucleolus-associated domains, NADs) and the nuclear lamina (lamina-associated domains, LADs). Gene expression in somatic cell NADs is generally low, but NADs have not been characterized in mammalian stem cells.Results Here, we generated the first genome-wide map of NADs in mouse embryonic stem cells (mESCs) via deep sequencing of chromatin associated with biochemically-purified nucleoli. As we had observed in mouse embryonic fibroblasts (MEFs), the large Type I subset of NADs overlaps with constitutive LADs and is enriched for features of constitutive heterochromatin, including late replication timing and low gene density and expression levels. Conversely, the Type II NAD subset overlaps with loci that are not lamina-associated, but in mESCs, Type II NADs are much less abundant than in MEFs. mESC NADs are also much less enriched in H3K27me3 modified regions than are NADs in MEFs. Additionally, comparision of MEF and mESC NADs revealed enrichment of developmentally regulated genes in cell type-specific NADs. Together, these data indicate that NADs are a developmentally dynamic component of heterochromatin.Conclusions These studies implicate association with the nucleolar periphery as a mechanism for developmentally-regulated gene silencing, and will facilitate future studies of NADs during mESC differentiation.

Pancreatic ductal adenocarcinoma has quickly risen to become the 3rd leading cause of cancer-related death. This is in part due to its fibrotic tumor microenvironment (TME) that contributes to poor vascularization and immune infiltration and subsequent chemo- and immunotherapy failure. Here we investigated an innovative immunotherapy approach combining local delivery of STING and TLR4 innate immune agonists via lipid-based nanoparticles (NPs) co-encapsulation with senescence-inducing RAS-targeted therapies that can remodel the immune suppressive PDAC TME through the senescence-associated secretory phenotype. Treatment of transplanted and autochthonous PDAC mouse models with these regimens led to enhanced uptake of NPs by multiple cell types in the PDAC TME, induction of type I interferon and other pro-inflammatory signaling, increased antigen presentation by tumor cells and antigen presenting cells, and subsequent activation of both innate and adaptive immune responses. This two-pronged approach produced potent T cell-driven and Type I interferon-dependent tumor regressions and long-term survival in preclinical PDAC models. STING and TLR4-mediated Type I interferon signaling were also associated with enhanced NK and CD8+ T cell immunity in human PDAC. Thus, combining localized immune agonist delivery with systemic tumor-targeted therapy can synergize to orchestrate a coordinated innate and adaptive immune assault to overcome immune suppression and activate durable anti-tumor T cell responses against PDAC.