Immune cells such as natural killer (NK) cells migrate with high speeds of several µm/min through dense tissue, but the traction forces are unknown. We present a method to measure dynamic traction forces of fast migrating cells in non-linear biopolymer matrices. The method accounts for the mechanical non-linearity of the 3D tissue matrix and can be applied to time series of confocal or bright-field image stacks. The method is highly sensitive over a large range of forces and object sizes, from ∼1 nN for axon growth cones up to ∼10 µN for mouse intestinal organoids. We find that NK cells display bursts of large traction forces that increase with matrix stiffness and facilitate migration through tight constrictions.

Cells cultured in 3D fibrous biopolymer matrices exert traction forces on their environment that induce deformations and remodeling of the fiber network. By measuring these deformations, the traction forces can be reconstructed if the mechanical properties of the matrix and the force-free matrix configuration are known. These requirements severely limit the applicability of traction force reconstruction in practice. In this study, we test whether force-induced matrix remodeling can instead be used as a proxy for cellular traction forces. We measure the traction forces of hepatic stellate cells and different glioblastoma cell lines and quantify matrix remodeling by measuring the fiber orientation and fiber density around these cells. In agreement with simulated fiber networks, we demonstrate that changes in local fiber orientation and density are directly related to cell forces. By resolving Rho-kinase (ROCK) Inhibitor-induced changes of traction forces and fiber alignment and density in hepatic stellate cells, we show that the method is suitable for drug screening assays. We conclude that differences in local fiber orientation and density, which are easily measurable, can be used as a qualitative proxy for changes in traction forces. The method is available as an open-source Python package with a graphical user interface.

To reach targets outside the bloodstream, immune cells can extravasate and migrate through connective tissue. During tissue infiltration, immune cells migrate in an amoeboid fashion, characterized by weak matrix adhesions and low traction forces, that allows them to achieve high migration speeds of up to 10 μm/min. How immune cells reconcile amoeboid migration with the need to overcome steric hindrance in dense matrices is currently not understood. Here we show that when confronted with steric hindrance, immune cells can switch from their default amoeboid migration mode to a highly contractile, mesenchymal-like migration mode. We use time-lapse confocal reflection microscopy to obtain simultaneous measurements of migration speed, directional persistence, and cell contractility in 3D biopolymer networks. We find that NK92 (natural killer) cells are highly mechanoresponsive and exert substantial acto-myosin driven, integrin-mediated contractile forces of up to 100 nN on the extracellular matrix during short contractile phases. This burst-like contractile behavior is also found in primary B, T, NK cells, neutrophils, and monocytes, and is specifically used by the cells to avoid getting stuck in narrow pores of the surrounding matrix. Our results demonstrate that steric hindrance guides the rapid regulation of integrin-mediated adhesion to the ECM in a large number of immune cell subtypes.