Mechanical stress exerted and experienced by cells during tissue morphogenesis and organ formation plays an important role in embryonic development. While techniques to quantify mechanical stresses in vitro are available, few methods exist for studying stresses in living organisms. Here, we describe and characterize cell-like polyacrylamide (PAAm) bead sensors with well-defined elastic properties and size for in vivo quantification of cell-scale stresses. The beads were injected into developing zebrafish embryos and their deformations were computationally analyzed to delineate spatio-temporal local acting stresses. With this computational analysis-based cell-scale stress sensing (COMPAX) we are able to detect pulsatile pressure propagation in the developing neural rod potentially originating from polarized midline cell divisions and continuous tissue flow. COMPAX is expected to provide novel spatiotemporal insight into developmental processes at the local tissue level and to facilitate quantitative investigation and a better understanding of morphogenetic processes.

The alteration or decrease of axonal myelination is an important hallmark of aging and disease. Demyelinated axons are impaired in their function and degenerate over time. Oligodendrocytes, the cells responsible for myelination of axons, are sensitive to mechanical properties of their environment. Growing evidence indicates that mechanical properties of demyelinating lesions are different from the healthy state and thus have the potential to affect myelinating potential of oligodendrocytes. We performed a high-resolution spatial mapping of the mechanical heterogeneity of demyelinating lesions using Atomic Force Microscope enabled indentation. Our results indicate that the stiffness of specific regions of mouse brain tissue is influenced by age and degree of myelination. Here we specifically demonstrate that acute but not inherited demyelination leads to decreased tissue stiffness, which could lower remyelination potential of oligodendrocytes. We also demonstrate that specific brain regions have unique ranges of stiffness in white and grey matter. Our ex vivo findings may help the design of future in vitro models to mimic mechanical environment of the brain in healthy and disease state. Reported here, mechanical properties of demyelinating lesions may facilitate novel approaches in treating demyelinating diseases such as multiple sclerosis.

Whole genome duplication is a common macromutation with extensive impacts from gene expression, to cellular function, and whole organism phenotype. As a result, it has been proposed that polyploids have 9general purpose9 genotypes that perform better than their diploid progenitors under stressful conditions. Here we test this hypothesis in the context of stresses presented by anthropogenic pollutants. Specifically, we tested how multiple neotetraploid genetic lineages of the Greater Duckweed (Spirodela polyrhiza) perform across a favorable control environment and five urban pollutants (iron, salt, manganese, copper, and aluminum). By quantifying the population growth rate of duckweed over multiple generations we found that across most pollutants, but not all, polyploidy decreased the growth rate of actively growing propagules but increased that of dormant ones. Yet, when considering total propagule production, polyploidy increased tolerance to most pollutants and polyploids maintained population-level fitness across pollutants better than diploids. Furthermore, broad-sense genetic correlations in growth rate among pollutants were all positive in neopolyploids but not so for diploids. Our results provide a rare test and support for the hypotheses that polyploids are more tolerant of stressful conditions and can maintain fitness better than diploids across heterogenous stresses. These results may help predict the distribution of polyploids across stress gradients such as those caused by urbanization and other human activities.

Cell mechanical measurements are gaining increasing interest in biological and biomedical studies. However, there are no standardized calibration particles available that permit the cross-comparison of different measurement techniques operating at different stresses and time-scales. Here we present the rational design, production, and comprehensive characterization of poly-acylamide (PAAm) microgel beads mimicking biological cells. We produced mono-disperse beads at rates of 20 - 60 kHz by means of a microfluidic droplet generator, where the pre-gel composition was adjusted to tune the beads' elasticity in the range of cell and tissue relevant mechanical properties. We verified bead homogeneity by optical diffraction tomography and Brillouin microscopy. Consistent elastic behavior of microgel beads at different shear rates was confirmed by AFM-enabled nanoindentation and real-time deformability cytometry (RT-DC). The remaining inherent variability in elastic modulus was rationalized using polymer theory and effectively reduced by sorting based on forward-scattering using conventional flow cytometry. Our results show that PAAm microgel beads can be standardized as mechanical probes, to serve not only for validation and calibration of cell mechanical measurements, but also as cell-scale stress sensors.

Cell mechanical characterization has recently approached the throughput of conventional flow cytometers. However, this very sensitive, label-free approach still lacks the specificity of molecular markers. Here we combine real-time 1D-imaging fluorescence and deformability cytometry (RT-FDC) to merge the two worlds in one instrument - opening many new research avenues. We demonstrate its utility using sub-cellular fluorescence localization to identify mitotic cells and test for their mechanical changes in an RNAi screen.

Mechanical properties of cancer cells and their microenvironment contribute to breast cancer progression. While mechanosensing has been extensively studied using two-dimensional (2D) substrates, much less is known about it in a physiologically more relevant 3D context. Here we demonstrate that breast cancer tumor spheroids, growing in 3D polyethylene glycol-heparin hydrogels, are sensitive to their environment stiffness. During tumor spheroid growth, compressive stresses of up to 2 kPa built up, as quantitated using elastic polymer beads as stress sensors. Atomic force microscopy (AFM) revealed that tumor spheroid stiffness increased with hydrogel stiffness. Also, constituent cell stiffness increased in a ROCK- and F-actin-dependent manner. Increased hydrogel stiffness correlated with attenuated tumor spheroid growth, a higher proportion of cells in G0/G1 phase and elevated levels of the cyclin-dependent kinase inhibitor p21. Drug-mediated ROCK inhibition reversed not only cell stiffening upon culture in stiff hydrogels but also increased tumor spheroid growth. Taken together, we reveal here a mechanism by which the growth of a tumor spheroid can be regulated via cytoskeleton rearrangements in response to its mechanoenvironment. Thus, our findings contribute to a better understanding of how cancer cells react to compressive stress when growing under confinement in stiff environments and provide the basis for a more in-depth exploration of the underlying mechanosensory response.