Mechanistic insights into the role of the human microbiome in the predisposition to and treatment of disease are limited by the lack of methods to precisely add or remove microbial strains or genes from complex communities. Here, we demonstrate that engineered bacteriophage M13 can be used to deliver DNA to Escherichia coli within the mouse gastrointestinal (GI) tract. Delivery of a programmable exogenous CRISPR-Cas9 system enabled the strain-specific depletion of fluorescently marked isogenic strains during competitive colonization and genomic deletions that encompass the target gene in mice colonized with a single strain. Multiple mechanisms enabled E. coli to escape targeting, including loss of the CRISPR array or even the entire CRISPR-Cas9 system. These results provide a robust and experimentally tractable platform for microbiome editing, a foundation for the refinement of this approach to increase targeting efficiency, and a proof-of-concept for the extension to other phage-bacterial pairs of interest.

Aberrant activation of Th17 cells by the gut microbiota contributes to autoimmune and chronic inflammatory disease; however, the mechanisms responsible and their diet-dependence remain unclear. Here, we show that the disease-associated gut Actinobacterium Eggerthella lenta increases intestinal Th17 cells and worsens colitis. E. lenta-induced disease and Th17 accumulation was Rorc-dependent and strain variable. Comparative genomics revealed a single genomic locus predictive of Th17 accumulation and a gene within this locus, encoding the Cgr2 enzyme, was sufficient to increase Th17 cells. Increased dietary arginine prevented E. lenta mediated Th17 accumulation and ameliorated colitis suggesting that diet can modulate microbial associated disease. These results expand the mechanisms through which bacteria shape mucosal immunity and demonstrate the feasibility of identifying the causal species, genes, and enzymes that contribute to autoimmune disease.

The trillions of microorganisms (microbiota) found within the human gut play a critical role in shaping the immune system, yet these complex microbial communities are also highly sensitive to numerous environmental factors. While much of the focus to date has been on dietary intake, emerging data has begun to suggest that the use of pharmaceutical drugs, even those that are not considered to be antibiotics, can alter the human gut microbiota with unknown consequences for treatment outcomes. Here, we use a combination of in vitro, in vivo, and ex vivo methods to demonstrate that the first-line therapy for rheumatoid arthritis (RA), methotrexate (MTX), has off-target effects on the human gut microbiota, resulting in a significant growth advantage for drug-resistant Firmicutes over the Bacteroidetes, which tend to be more sensitive. Longitudinal analyses of the gut microbiotas of RA patients revealed that MTX-induced shifts in bacterial relative abundance are associated with improved drug response and transplant experiments in gnotobiotic mice show that these shifts lead to reduced inflammation. Together, these results suggest that the mechanism-of-action of non-antibiotic drugs may be due in part to off-target effects on the gut microbiota, while providing a critical first step towards explaining long-standing differences in drug response between patients.

Diet can protect from autoimmune disease; however, whether diet acts via the host and/or microbiome remains unclear. Here, we use a ketogenic diet (KD) as a model to dissect these complex interactions. A KD rescued the experimental autoimmune encephalomyelitis (EAE) mouse model of multiple sclerosis in a microbiota-dependent fashion. Dietary supplementation with a single KD-dependent host metabolite (β-hydroxybutyrate, βHB) rescued EAE whereas transgenic mice unable to produce βHB in the intestine developed more severe disease. Transplantation of the βHB-shaped gut microbiota was protective.