Erik Jorgensen and colleagues report a highly efficient method for generating single-copy transgene insertions in C. elegans. Notably, these single-copy transgenes are expressed at endogenous levels and can be expressed in the female and male germlines. At present, transgenes in Caenorhabditis elegans are generated by injecting DNA into the germline. The DNA assembles into a semistable extrachromosomal array composed of many copies of injected DNA. These transgenes are typically overexpressed in somatic cells and silenced in the germline. We have developed a method that inserts a single copy of a transgene into a defined site. Mobilization of a Mos1 transposon generates a double-strand break in noncoding DNA. The break is repaired by copying DNA from an extrachromosomal template into the chromosomal site. Homozygous single-copy insertions can be obtained in less than 2 weeks by injecting approximately 20 worms. We have successfully inserted transgenes as long as 9 kb and verified that single copies are inserted at the targeted site. Single-copy transgenes are expressed at endogenous levels and can be expressed in the female and male germlines.

We describe an electrophysiological preparation of the neuromuscular junction of the nematode C. elegans, which adds to its considerable genetic and genomic resources. Mutant analysis, pharmacology and patch-clamp recording showed that the body wall muscles of wild-type animals expressed a GABA receptor and two acetylcholine receptors. The muscle GABA response was abolished in animals lacking the GABA receptor gene unc-49. One acetylcholine receptor was activated by the nematocide levamisole. This response was eliminated in mutants lacking either the unc-38 or unc-29 genes, which encode alpha and non-alpha acetylcholine receptor subunits, respectively. The second, previously undescribed, acetylcholine receptor was activated by nicotine, desensitized rapidly and was selectively blocked by dihydro-beta-erythroidine, thus explaining the residual motility of unc-38 and unc-29 mutants. By recording spontaneous endogenous currents and selectively eliminating each of these receptors, we demonstrated that all three receptor types function at neuromuscular synapses.

We analyzed the synaptic physiology of unc-13 mutants in the nematode C. elegans. Mutants of unc-13 had normal nervous system architecture, and the densities of synapses and postsynaptic receptors were normal at the neuromuscular junction. However, the number of synaptic vesicles at neuromuscular junctions was two- to threefold greater in unc-13 mutants than in wild-type animals. Most importantly, evoked release at both GABAergic and cholinergic synapses was almost absent in unc-13 null alleles, as determined by whole-cell, voltage-clamp techniques. Although mutant synapses had morphologically docked vesicles, these vesicles were not competent for release as assayed by spontaneous release in calcium-free solution or by the application of hyperosmotic saline. These experiments support models in which UNC-13 mediates either fusion of vesicles during exocytosis or priming of vesicles for fusion.

To sustain neurotransmission, synaptic vesicles and their associated proteins must be recycled locally at synapses. Synaptic vesicles are thought to be regenerated approximately 20 s after fusion by the assembly of clathrin scaffolds or in approximately 1 s by the reversal of fusion pores via ‘kiss-and-run’ endocytosis. Here we use optogenetics to stimulate cultured hippocampal neurons with a single stimulus, rapidly freeze them after fixed intervals and examine the ultrastructure using electron microscopy—‘flash-and-freeze’ electron microscopy. Docked vesicles fuse and collapse into the membrane within 30 ms of the stimulus. Compensatory endocytosis occurs within 50 to 100 ms at sites flanking the active zone. Invagination is blocked by inhibition of actin polymerization, and scission is blocked by inhibiting dynamin. Because intact synaptic vesicles are not recovered, this form of recycling is not compatible with kiss-and-run endocytosis; moreover, it is 200-fold faster than clathrin-mediated endocytosis. It is likely that ‘ultrafast endocytosis’ is specialized to restore the surface area of the membrane rapidly. Sustained neurotransmission requires recycling of synaptic vesicles, but the proposed mechanisms have been controversial; here a ‘flash-and-freeze’ method for electron microscopy reveals a new ultrafast form of endocytosis that is actin- and dynamin-dependent and occurs within 100 milliseconds of stimulation. Sustained neurotransmission requires recycling of synaptic vesicles but the proposed mechanisms — clathrin-mediated endocytosis and 'kiss-and-run' reversal of fusion — have been controversial. Now Erik Jorgensen and colleagues, using ultrafast, 'flash-and-freeze' electron microscopy, have identified a previously unknown actin- and dynamin-dependent mechanism of endocytosis, occurring within 100 milliseconds of stimulation in mouse hippocampal neurons. This is 200-times faster than the clathrin-mediated process, and morphological characteristics rule out the 'kiss-and-run' model. This work suggests that rapid internalization of membrane from the surface is the first step in endocytosis.

γ-AMINOBUTYRIC acid (GABA) is the most abundant inhibitory neurotransmitter in vertebrates and invertebrates1. GABA receptors are the target of anxiolytic, antiepileptic and antispasmodic drugs2, as well as of commonly used insecticides3. How does a specific neurotransmitter such as GABA control animal behaviour? To answer this question, we identified all neurons that react with antisera raised against the neurotransmitter GABA in the nervous system of the nematode Caenorhabditis elegans. We determined the in vivo functions of 25 of the 26 GABAergic neurons by killing these cells with a laser microbeam in living animals and by characterizing a mutant defective in GABA expression. On the basis of the ultrastructurally defined connectivity of the C. elegans nervous system, we deduced how these GABAergic neurons act to control the body and enteric muscles necessary for different behaviours. Our findings provide evidence that GABA functions as an excitatory as well as an inhibitory neurotransmitter.

Regeneration of injured neurons can restore function, but most neurons regenerate poorly or not at all. The failure to regenerate in some cases is due to a lack of activation of cell-intrinsic regeneration pathways. These pathways might be targeted for the development of therapies that can restore neuron function after injury or disease. Here, we show that the DLK-1 mitogen-activated protein (MAP) kinase pathway is essential for regeneration in Caenorhabditis elegans motor neurons. Loss of this pathway eliminates regeneration, whereas activating it improves regeneration. Further, these proteins also regulate the later step of growth cone migration. We conclude that after axon injury, activation of this MAP kinase cascade is required to switch the mature neuron from an aplastic state to a state capable of growth.

The priming step of synaptic vesicle exocytosis is thought to require the formation of the SNARE complex, which comprises the proteins synaptobrevin, SNAP-25 and syntaxin1,2,3. In solution syntaxin adopts a default, closed configuration that is incompatible with formation of the SNARE complex4. Specifically, the amino terminus of syntaxin binds the SNARE motif and occludes interactions with the other SNARE proteins. The N terminus of syntaxin also binds the presynaptic protein UNC-13 (ref. 5). Studies in mouse, Drosophila and Caenorhabditis elegans suggest that UNC-13 functions at a post-docking step of exocytosis, most likely during synaptic vesicle priming6,7,8. Therefore, UNC-13 binding to the N terminus of syntaxin may promote the open configuration of syntaxin9. To test this model, we engineered mutations into C. elegans syntaxin that cause the protein to adopt the open configuration constitutively4. Here we demonstrate that the open form of syntaxin can bypass the requirement for UNC-13 in synaptic vesicle priming. Thus, it is likely that UNC-13 primes synaptic vesicles for fusion by promoting the open configuration of syntaxin.

A minimal Mos transposon for integration of transgenes into the Caenorhabditis elegans genome expands the genetic toolbox in this model organism. We have generated a recombinant Mos1 transposon that can insert up to 45-kb transgenes into the Caenorhabditis elegans genome. The minimal Mos1 transposon (miniMos) is 550 bp long and inserts DNA into the genome at high frequency (∼60% of injected animals). Genetic and antibiotic markers can be used for selection, and the transposon is active in C. elegans isolates and Caenorhabditis briggsae. We used the miniMos transposon to generate six universal Mos1-mediated single-copy insertion (mosSCI) landing sites that allow targeted transgene insertion with a single targeting vector into permissive expression sites on all autosomes. We also generated two collections of strains: a set of bright fluorescent insertions that are useful as dominant, genetic balancers and a set of lacO insertions to track genome position.

Methods are reported for the combination of fluorescence nanoscopy using either stimulated emission depletion microscopy (STED) or photoactivated localization microscopy (PALM) with electron microscopy, to achieve correlative imaging in which the super-resolved fluorescence signal is placed in the context of cellular ultrastructure. A complete portrait of a cell requires a detailed description of its molecular topography: proteins must be linked to particular organelles. Immunocytochemical electron microscopy can reveal locations of proteins with nanometer resolution but is limited by the quality of fixation, the paucity of antibodies and the inaccessibility of antigens. Here we describe correlative fluorescence electron microscopy for the nanoscopic localization of proteins in electron micrographs. We tagged proteins with the fluorescent proteins Citrine or tdEos and expressed them in Caenorhabditis elegans, fixed the worms and embedded them in plastic. We imaged the tagged proteins from ultrathin sections using stimulated emission depletion (STED) microscopy or photoactivated localization microscopy (PALM). Fluorescence correlated with organelles imaged in electron micrographs from the same sections. We used these methods to localize histones, a mitochondrial protein and a presynaptic dense projection protein in electron micrographs.