The diverse bacterial populations that comprise the commensal microbiome of the human intestine play a central role in health and disease. A method that sustains complex microbial communities in direct contact with living human intestinal cells and their overlying mucus layer in vitro would thus enable the investigation of host-microbiome interactions. Here, we show the extended coculture of living human intestinal epithelium with stable communities of aerobic and anaerobic human gut microbiota, using a microfluidic intestine-on-a-chip that permits the control and real-time assessment of physiologically relevant oxygen gradients. When compared to aerobic coculture conditions, the establishment of a transluminal hypoxia gradient in the chip increased intestinal barrier function and sustained a physiologically relevant level of microbial diversity, consisting of over 200 unique operational taxonomic units from 11 different genera and an abundance of obligate anaerobic bacteria, with ratios of Firmicutes and Bacteroidetes similar to those observed in human faeces. The intestine-on-a-chip may serve as a discovery tool for the development of microbiome-related therapeutics, probiotics and nutraceuticals.

Here we describe of an ‘Interrogator’ instrument that uses liquid-handling robotics, a custom software package, and an integrated mobile microscope to enable automated culture, perfusion, medium addition, fluidic linking, sample collection, and in situ microscopic imaging of up to 10 Organ Chips inside a standard tissue culture incubator. The automated Interrogator platform maintained the viability and organ-specific functions of 8 different vascularized, 2-channel, Organ Chips (intestine, liver, kidney, heart, lung, skin, blood-brain barrier (BBB), and brain) for 3 weeks in culture when fluidically coupled through their endothelium-lined vascular channels using a common blood substitute medium. When an inulin tracer was perfused through the multi-organ Human Body-on-Chips (HuBoC) fluidic network, quantitative distributions of this tracer could be accurately predicted using a physiologically-based multi-compartmental reduced order (MCRO) in silico model of the experimental system derived from first principles. This automated culture platform enables non-invasive imaging of cells within human Organ Chips and repeated sampling of both the vascular and interstitial compartments without compromising fluidic coupling, which should facilitate future HuBoc studies and pharmacokinetics (PK) analysis in vitr o.

The diverse bacterial populations that comprise the commensal microbiota of the human intestine play a central role in health and disease, yet no method is available to sustain these complex microbial communities in direct contact with living human intestinal cells and their overlying mucus layer in vitro. Here we describe a human Organ-on-a-Chip (Organ Chip) microfluidic platform that permits control and real-time assessment of physiologically-relevant oxygen gradients, and which enables co-culture of living human intestinal epithelium with stable communities of aerobic and anaerobic human gut microbiota. When compared to aerobic co-culture conditions, establishment of a transluminal hypoxia gradient sustained higher microbial diversity with over 200 unique operational taxonomic units (OTUs) from 11 different genera, and an abundance of obligate anaerobic bacteria with ratios of Firmicutes and Bacteroidetes similar to those observed in human feces, in addition to increasing intestinal barrier function. The ability to culture human intestinal epithelium overlaid by complex human gut microbial communities within microfluidic Intestine Chips may enable investigations of host-microbiome interactions that were not possible previously, and serve as a discovery tool for development of new microbiome-related therapeutics, probiotics, and nutraceuticals.

Understanding human bone marrow (BM) pathophysiology in the context of myelotoxic stress induced by drugs, radiation, or genetic mutations is of critical importance in clinical medicine. However, study of these dynamic cellular responses is hampered by the inaccessibility of living BM in vivo. Here, we describe a vascularized human Bone Marrow-on-a-Chip (BM Chip) microfluidic culture device for modeling bone marrow function and disease states. The BM Chip is comprised of a fluidic channel filled with a fibrin gel in which patient-derived CD34+ cells and bone marrow-derived stromal cells (BMSCs) are co-cultured, which is separated by a porous membrane from a parallel fluidic channel lined by human vascular endothelium. When perfused with culture medium through the vascular channel, the BM Chip maintains human CD34+ cells and supports differentiation and maturation of multiple blood cell lineages over 1 month in culture. Moreover, it recapitulates human myeloerythroid injury responses to drugs and gamma radiation exposure, as well as key hematopoietic abnormalities found in patients with the genetic disorder, Shwachman-Diamond Syndrome (SDS). These data establish the BM Chip as a new human in vitro model with broad potential utility for studies of BM dysfunction.