Group B coxsackieviruses (CVBs) must cross the epithelium as they initiate infection, but the mechanism by which this occurs remains uncertain. The coxsackievirus and adenovirus receptor (CAR) is a component of the tight junction and is inaccessible to virus approaching from the apical surface. Many CVBs also interact with the GPI-anchored protein decay-accelerating factor (DAF). Here, we report that virus attachment to DAF on the apical cell surface activates Abl kinase, triggering Rac-dependent actin rearrangements that permit virus movement to the tight junction. Within the junction, interaction with CAR promotes conformational changes in the virus capsid that are essential for virus entry and release of viral RNA. Interaction with DAF also activates Fyn kinase, an event that is required for the phosphorylation of caveolin and transport of virus into the cell within caveolar vesicles. CVBs thus exploit DAF-mediated signaling pathways to surmount the epithelial barrier.

During mammalian pregnancy, the placenta acts as a barrier between the maternal and fetal compartments. The recently observed association between Zika virus (ZIKV) infection during human pregnancy and fetal microcephaly and other anomalies suggests that ZIKV may bypass the placenta to reach the fetus. This led us to investigate ZIKV infection of primary human trophoblasts (PHTs), which are the barrier cells of the placenta. We discovered that PHT cells from full-term placentas are refractory to ZIKV infection. In addition, medium from uninfected PHT cells protects non-placental cells from ZIKV infection. PHT cells constitutively release the type III interferon (IFN) IFNλ1, which functions in both a paracrine and autocrine manner to protect trophoblast and non-trophoblast cells from ZIKV infection. Our data suggest that for ZIKV to access the fetal compartment, it must evade restriction by trophoblast-derived IFNλ1 and other trophoblast-specific antiviral factors and/or use alternative strategies to cross the placental barrier.

Placental trophoblasts form the interface between the fetal and maternal environments and serve to limit the maternal–fetal spread of viruses. Here we show that cultured primary human placental trophoblasts are highly resistant to infection by a number of viruses and, importantly, confer this resistance to nonplacental recipient cells by exosome-mediated delivery of specific microRNAs (miRNAs). We show that miRNA members of the chromosome 19 miRNA cluster, which are almost exclusively expressed in the human placenta, are packaged within trophoblast-derived exosomes and attenuate viral replication in recipient cells by the induction of autophagy. Together, our findings identify an unprecedented paracrine and/or systemic function of placental trophoblasts that uses exosome-mediated transfer of a unique set of placental-specific effector miRNAs to directly communicate with placental or maternal target cells and regulate their immunity to viral infections.

Abstract Infections at the maternal-fetal interface can directly harm the fetus and induce complications that adversely impact pregnancy outcomes. Innate immune signaling by both fetal-derived placental trophoblasts and the maternal decidua must provide antimicrobial defenses at this critical interface without compromising its integrity. Here, we developed matched trophoblast and decidua organoids from human placentas to define the relative contributions of these cells to antiviral defenses at the maternal-fetal interface. We demonstrate that trophoblast and decidua organoids basally secrete distinct immunomodulatory factors, including the constitutive release of the antiviral type III interferon IFN- λ2 from trophoblast organoids, and differentially respond to viral infections through the induction of organoid-specific factors. Lastly, we define the differential susceptibility of trophoblast and decidua organoids to human cytomegalovirus (HCMV) and the transcriptional and immunological responses of these organoids to HCMV infection. Our findings establish matched trophoblast and decidua organoids as ex vivo models to study vertically transmitted infections and highlight differences in innate immune signaling by fetal-derived trophoblasts and the maternal decidua.

Abstract Endogenous retroviruses are abundant components of mammalian genomes descended from ancient germline infections. In several mammals, the envelope proteins encoded by these elements protect against exogenous viruses, but this activity has not been documented in human. We report that our genome harbors a large pool of envelope-derived sequences with the potential to restrict retroviral infection. To further test this, we characterize in detail the envelope-derived protein, Suppressyn . We found that Suppressyn is expressed in preimplantation embryos and developing placenta using its ancestral retroviral promoter. Restriction assays in cell culture show that Suppressyn , and its hominoid orthologs, can restrict infection by extant mammalian type D retroviruses. Our data support a generalizable model of retroviral envelope cooption for host immunity and genome defense. Summary We found that the human genome expresses a vast pool of envelope sequences of retroviral origin and provide proof of principle that such proteins can restrict zoonotic viruses.

Human trophoblast organoids (TOs) are a three-dimensional ex vivo culture model that can be used to study various aspects of placental development, physiology, and pathology. Previously, we showed that TOs derived from full-term human placental tissue could be used as models of trophoblast innate immune signaling and teratogenic virus infections. Here, we developed a method to culture TOs under conditions that recapitulate the cellular orientation of chorionic villi in vivo , with the multi-nucleated syncytiotrophoblast (STB) localized to the outer surface of organoids and the proliferative cytotrophoblasts (CTBs) located on the inner surface. We show that standard TOs containing the STB layer inside the organoid (STB in ) develop into organoids containing the STB on the outer surface (STB out ) when cultured in suspension with gentle agitation. STB out organoids secrete higher levels of select STB-associated hormones and cytokines, including human chorionic gonadotropin (hCG) and interferon (IFN)-λ2. Using membrane capacitance measurements, we also show that the outermost surface of STB out organoids contain large syncytia comprised of >50 nuclei compared to STB in organoids that contain small syncytia (<10 nuclei) and mononuclear cells. The growth of TOs under conditions that mimic the cellular orientation of chorionic villi in vivo thus allows for the study of a variety of aspects of placental biology under physiological conditions.

Abstract Enterovirus D68 (EV-D68) has been implicated in outbreaks of severe respiratory illness and acute flaccid myelitis (AFM) and is detected in patient respiratory samples and from stool and wastewater, suggesting both respiratory and enteric routes of transmission. Here, we used a panel of EV-D68 isolates, including a historical isolate and multiple contemporary isolates from AFM outbreak years, to define the dynamics of viral replication and the host response to infection in primary human airway cells and stem cell-derived enteroids. We show that some recent EV-D68 isolates have decreased sensitivity to acid and temperature compared with an earlier isolate and that the respiratory, but not intestinal, epithelium induces a robust type III interferon (IFN) response that restricts infection. Our findings define the differential responses of the respiratory and intestinal epithelium to contemporary EV-D68 isolates and suggest that some isolates have the potential to target both the human airway and gastrointestinal tracts.

Abstract Enteroviruses are amongst the most common viral infectious agents of humans and cause a broad spectrum of mild-to-severe illness. Enteroviruses are primarily transmitted by the fecal-oral route, but the events associated with their intestinal replication in vivo are poorly defined. Here, we developed a neonatal mouse model of enterovirus infection by the enteral route using echovirus 5 and used this model to define the differential roles of type I and III interferons (IFNs) in enterovirus replication in the intestinal epithelium and subsequent dissemination to secondary tissues. We show that human FcRn, the primary receptor for echoviruses, is essential for intestinal infection by the enteral route and that type I IFNs control dissemination to secondary sites, including the liver. In contrast, type III IFNs limit enterovirus infection in the intestinal epithelium and mice lacking this pathway exhibit persistent epithelial replication. Finally, we show that echovirus infection in the small intestine is cell-type specific and occurs exclusively in enterocytes. These studies define the type-specific roles of IFNs in enterovirus infection of the GI tract and the cellular tropism of echovirus intestinal replication.

The flavivirus genus, which includes dengue virus (DENV) and Zika virus (ZIKV), are significant human pathogens and the prevalence of infected vectors continues to geographically expand. Both DENV and ZIKV rely on expansion of the endoplasmic reticulum (ER) and the induction of autophagy to establish a productive viral infection. However, little is known regarding the interplay between the requirements for autophagy initiation during infection and the mechanisms used by these viruses to avoid clearance through the autophagic pathway. We recently showed that DENV and ZIKV inhibit reticulophagy (specific degradation of the ER through autophagy) by cleaving reticulophagy regulator 1 (RETREG1), an autophagy receptor responsible for targeted ER sheet degradation. These data suggest that DENV and ZIKV require specific autophagic pathways for their replication, while other autophagic pathways are antiviral. We previously identified BPI Fold Containing Family B Member 3 (BPIFB3) as a regulator of autophagy that negatively controls enterovirus replication. Here, we show that in contrast to enteroviruses, BPIFB3 functions as a positive regulator of DENV and ZIKV infection and that its RNAi-mediated silencing drastically inhibits the formation of viral replication organelles. We show that BPIFB3 depletion enhances ER fragmentation, while its overexpression protects against autophagy-induced ER degradation, demonstrating that BPIFB3 serves as a specific regulator of ER turnover. We further show that the antiviral effects of BPIFB3 depletion on flavivirus infection are reversed in RETREG1-depleted cells, and that BPIFB3 associates with RETREG1 within the ER, suggesting that BPIFB3 regulates a RETREG1-specific reticulophagy pathway. Collectively, these studies identify BPIFB3 as a regulator of the reticulophagy pathway and define the requirements for a novel host regulator of flavivirus infection.

Rift Valley fever virus (RVFV) infections in pregnant livestock are associated with high rates of fetal demise and have been linked to miscarriage in pregnant women. To address how acute RVFV infection during pregnancy causes detrimental effects on the fetus, we developed an immunocompetent pregnant rodent model of RVFV infection. We found that pregnant rats were more susceptible to RVFV-induced death than their non-pregnant counterparts and that RVFV infection resulted in intrauterine fetal death and severe congenital abnormalities, even in pups from infected asymptomatic pregnant rats. Virus distribution in infected dams was widespread, with a previously unrecognized preference for infection, replication, and tissue damage in the placenta. In human mid-gestation placental tissue, RVFV directly infected placental chorionic villi, with replication detected in the outermost syncytial layer. Our work identifies direct placental infection by RVFV as a mechanism for vertical transmission and points to the teratogenic potential of this virus in humans. This is the first time vertical transmission of RVFV has been shown in species other than livestock. This study highlights the potential impact of a future epidemic of this emerging mosquito-borne virus.