Inducible pluripotent stem cell–derived human β-like cells (BLCs) hold promise for both therapy and disease modeling, but their generation remains challenging and their functional analyses beyond transcriptomic and morphological assessments remain limited. Here, we validate an approach using multicellular and single-cell electrophysiological tools to evaluate function of BLCs from pioneer protocols that can be easily adapted to more differentiated BLCs. The multi-electrode arrays (MEAs) measuring the extracellular electrical activity revealed that BLCs, like primary β-cells, are electrically coupled and produce slow potential (SP) signals that are closely linked to insulin secretion. We also used high-resolution single-cell patch clamp measurements to capture the exocytotic properties, and characterize voltage-gated sodium and calcium currents, and found that they were comparable with those in primary β- and EndoC-βH1 cells. The KATP channel conductance is greater than in human primary β-cells, which may account for the limited glucose responsiveness observed with MEA. We used MEAs to study the impact of the type 2 diabetes–protective SLC30A8 allele (p.Lys34Serfs50*) and found that BLCs with this allele have stronger electrical coupling activity. Our data suggest that BLCs can be used to evaluate the functional impact of genetic variants on β-cell function and coupling. Article Highlights

Abstract In academic research and the pharmaceutical industry, in vitro single cell line cultures and in vivo animal models are considered as gold standards in modelling diseases and assessing therapeutic efficacy. However, both models have limitations, with incomplete reproduction of pathophysiological characteristics and absence of 3-dimensional architecture with cell lines or the use of live animals brings ethical considerations, limiting the experimental scale and design. The use of precision-cut tissue slices can bridge the gap between these mainstream models as this technique combines the advantages of studying all cell sub-types whilst preserving the tissue-matrix architecture, thereby closely mimicking a mini-organ. Here, we describe an optimised and easy-to-implement protocol for the culture of sections from mouse livers. We show that precision-cut liver sections can be a reliable model for recapitulating the biological phenotype of inherited metabolic diseases, exemplified by common urea cycle defects citrullinemia type 1 and argininosuccinic aciduria, caused by argininosuccinic synthase (ASS1) and argininosuccinic lyase (ASL) deficiencies respectively. Therapeutic response to gene therapy such as messenger RNA replacement delivered via lipid nanoparticles can be monitored, demonstrating that precision-cut liver sections can be used as a preclinical screening tool to assess therapeutic response and toxicity in monogenic liver diseases.

iPSC-derived human β-like cells (BLC) hold promise for both therapy and disease modelling, but their generation remains challenging and their functional analyses beyond transcriptomic and morphological assessments remain limited. Here, we validate an approach using multicellular and single cell electrophysiological tools to evaluate BLCs functions. The Multi-Electrode Arrays (MEAs) measuring the extracellular electrical activity revealed that BLCs are electrically coupled, produce slow potential (SP) signals like primary β-cells that are closely linked to insulin secretion. We also used high-resolution single-cell patch-clamp measurements to capture the exocytotic properties, and characterize voltage-gated sodium and calcium currents. These were comparable to those in primary β and EndoC-βH1 cells. The KATP channel conductance is greater than in human primary β cells which may account for the limited glucose responsiveness observed with MEA. We used MEAs to study the impact of the type 2 diabetes protective SLC30A8 allele (p.Lys34Serfs*50) and found that BLCs with this allele have stronger electrical coupling. Our data suggest that with an adapted approach BLCs from pioneer protocol can be used to evaluate the functional impact of genetic variants on β-cell function and coupling.

This protocol presents a simple system for the creation and culture of Precision-cut Liver Slices (PCLS). PCLS contains all cells in an intact environment and, therefore, resembles a mini model of the whole organ. They enable the study of live tissues while replicating their complex phenotypes. This protocol allows the preparation of slices from mouse livers using a vibratome and standard laboratory equipment. Protocols for producing and culturing PCLS lack standardization and can vary quite drastically depending on the tissue of interest, the type of vibratome used, and the need for oxygen. These can be difficult to reproduce in some laboratories that have only access to a basic vibratome and common tissue culture facilities. We have put together a protocol focusing on the importance of some key steps within the varied protocols already available. This protocol, therefore, emphasizes the importance of the embedding method, the cutting orientation, a dynamic versus a static system, and the relevance of a minimum volume of culture. This protocol can be established and reproduced in a simple manner in most laboratories that have access to a basic tissue slicer. Taken together and following this protocol, PCLS can stay alive for a minimum of 4 days. PCLS is a simple, economical, and reproducible model to study pathophysiological and therapeutic screening for organs such as the liver.