Significance T-cell genome engineering holds great promise for cancer immunotherapies and cell-based therapies for HIV, primary immune deficiencies, and autoimmune diseases, but genetic manipulation of human T cells has been inefficient. We achieved efficient genome editing by delivering Cas9 protein pre-assembled with guide RNAs. These active Cas9 ribonucleoproteins (RNPs) enabled successful Cas9-mediated homology-directed repair in primary human T cells. Cas9 RNPs provide a programmable tool to replace specific nucleotide sequences in the genome of mature immune cells—a longstanding goal in the field. These studies establish Cas9 RNP technology for diverse experimental and therapeutic genome engineering applications in primary human T cells.

The challenge of linking intergenic mutations to target genes has limited molecular understanding of human diseases. Here we show that H3K27ac HiChIP generates high-resolution contact maps of active enhancers and target genes in rare primary human T cell subtypes and coronary artery smooth muscle cells. Differentiation of naive T cells into T helper 17 cells or regulatory T cells creates subtype-specific enhancer-promoter interactions, specifically at regions of shared DNA accessibility. These data provide a principled means of assigning molecular functions to autoimmune and cardiovascular disease risk variants, linking hundreds of noncoding variants to putative gene targets. Target genes identified with HiChIP are further supported by CRISPR interference and activation at linked enhancers, by the presence of expression quantitative trait loci, and by allele-specific enhancer loops in patient-derived primary cells. The majority of disease-associated enhancers contact genes beyond the nearest gene in the linear genome, leading to a fourfold increase in the number of potential target genes for autoimmune and cardiovascular diseases.

The authors use tiled CRISPR activation for functional enhancer discovery across two autoimmunity risk loci, CD69 and IL2RA, and identify elements with features of stimulus-responsive enhancers, including an IL2RA enhancer that harbours a fine-mapped autoimmunity risk variant. Enhancers are gene regulatory elements that shape cell-type-specific transcriptional programs and responses to specific extracellular cues. Mapping enhancer function is challenging because of our limited understanding of the cellular context in which each enhancer contributes to gene regulation. Here, Alexander Marson and colleagues use a tiled CRISPR activation (CRISPRa) approach for functional enhancer discovery across two autoimmunity risk loci: CD69 and IL2RA. They identify several elements with features of stimulus-responsive enhancers, including an IL2RA enhancer that contains an autoimmunity risk variant. This approach should be useful for discovering functional enhancers without prior knowledge of their specific biological context. The majority of genetic variants associated with common human diseases map to enhancers, non-coding elements that shape cell-type-specific transcriptional programs and responses to extracellular cues1,2,3. Systematic mapping of functional enhancers and their biological contexts is required to understand the mechanisms by which variation in non-coding genetic sequences contributes to disease. Functional enhancers can be mapped by genomic sequence disruption4,5,6, but this approach is limited to the subset of enhancers that are necessary in the particular cellular context being studied. We hypothesized that recruitment of a strong transcriptional activator to an enhancer would be sufficient to drive target gene expression, even if that enhancer was not currently active in the assayed cells. Here we describe a discovery platform that can identify stimulus-responsive enhancers for a target gene independent of stimulus exposure. We used tiled CRISPR activation (CRISPRa)7 to synthetically recruit a transcriptional activator to sites across large genomic regions (more than 100 kilobases) surrounding two key autoimmunity risk loci, CD69 and IL2RA. We identified several CRISPRa-responsive elements with chromatin features of stimulus-responsive enhancers, including an IL2RA enhancer that harbours an autoimmunity risk variant. Using engineered mouse models, we found that sequence perturbation of the disease-associated Il2ra enhancer did not entirely block Il2ra expression, but rather delayed the timing of gene activation in response to specific extracellular signals. Enhancer deletion skewed polarization of naive T cells towards a pro-inflammatory T helper (TH17) cell state and away from a regulatory T cell state. This integrated approach identifies functional enhancers and reveals how non-coding variation associated with human immune dysfunction alters context-specific gene programs.

Objective Early-onset epileptic encephalopathies have been associated with de novo mutations of numerous ion channel genes. We employed techniques of modern translational medicine to identify a disease-causing mutation, analyze its altered behavior, and screen for therapeutic compounds to treat the proband. Methods Three modern translational medicine tools were utilized: (1) high-throughput sequencing technology to identify a novel de novo mutation; (2) in vitro expression and electrophysiology assays to confirm the variant protein's dysfunction; and (3) screening of existing drug libraries to identify potential therapeutic compounds. Results A de novo GRIN2A missense mutation (c.2434C>A; p.L812M) increased the charge transfer mediated by N-methyl-D-aspartate receptors (NMDAs) containing the mutant GluN2A-L812M subunit. In vitro analysis with NMDA receptor blockers indicated that GLuN2A-L812M-containing NMDARs retained their sensitivity to the use-dependent channel blocker memantine; while screening of a previously reported GRIN2A mutation (N615K) with these compounds produced contrasting results. Consistent with these data, adjunct memantine therapy reduced our proband's seizure burden. Interpretation This case exemplifies the potential for personalized genomics and therapeutics to be utilized for the early diagnosis and treatment of infantile-onset neurological disease.

The majority of genetic variants associated with complex human autoimmune diseases reside in enhancers 1–3 , non-coding regulatory elements that control gene expression. In contrast with variants that directly alter protein-coding sequences, enhancer variants are predicted to tune gene expression modestly and function in specific cellular contexts 4 , suggesting that small alterations in the functions of key immune cell populations are sufficient to shape disease risk. Here we tested this concept by experimentally perturbing distinct enhancers governing the high affinity IL-2 receptor alpha chain (IL2RA; also known as CD25). IL2RA is an immune regulator that promotes the pro- and anti-inflammatory functions of conventional T cells (Tconvs) and regulatory T cells (Tregs), respectively, and non-coding genetic variants in IL2RA have been linked to multiple autoimmune disorders 4 . We previously tiled across the IL2RA locus using CRISPR-activation and identified a stimulation-responsive element (CaRE4) with an enhancer that modestly affects the kinetics of IL2RA expression in Tconvs 5 . This enhancer is conserved across species and harbors a common human SNP associated with protection from Type 1 Diabetes (T1D) 5,6 . We now identified an additional conserved enhancer, termed CaRE3 enhancer, which modestly affected steady state IL2RA expression in regulatory T cells (Tregs). Despite their seemingly subtle impact on gene expression, the CaRE3 and CaRE4 enhancers had pronounced yet divergent effects on the incidence of diabetes in autoimmune prone animals. Deletion of the conserved CaRE4 enhancer completely protected against autoimmune diabetes even in animals treated with an immunostimulating anti-PD1 checkpoint inhibitor, whereas deletion of the CaRE3 enhancer accelerated spontaneous disease progression. Quantitative multiplexed imaging of the pancreatic lymph nodes (panLNs) revealed that each enhancer deletion preferentially affected the protein expression levels of IL2RA in activated Tconvs or Tregs, reciprocally tuning local competition for IL-2 input signals. In animals lacking the CaRE4 enhancer, skewed IL-2 signaling favored Tregs, increasing their local density around activated Tconvs to strongly suppress emergence of autoimmune effectors. By contrast, in animals lacking the CaRE3 enhancer, IL-2 signals were skewed towards activated Tconvs, promoting their escape from Treg control. Collectively, this work illustrates how subtle changes in gene regulation due to non-coding variation can significantly alter disease progression and how distinct enhancers controlling the same gene can have opposing effects on disease outcomes through cell type-selective activity.

Cis-regulatory elements (CREs) interact with trans regulators to orchestrate gene expression, but how transcriptional regulation is coordinated in multi-gene loci has not been experimentally defined. We sought to characterize the CREs controlling dynamic expression of the adjacent costimulatory genes CD28, CTLA4 and ICOS, encoding regulators of T cell-mediated immunity. Tiling CRISPR interference (CRISPRi) screens in primary human T cells, both conventional and regulatory subsets, uncovered gene-, cell subset- and stimulation-specific CREs. Integration with CRISPR knockout screens and assay for transposase-accessible chromatin with sequencing (ATAC-seq) profiling identified trans regulators influencing chromatin states at specific CRISPRi-responsive elements to control costimulatory gene expression. We then discovered a critical CCCTC-binding factor (CTCF) boundary that reinforces CRE interaction with CTLA4 while also preventing promiscuous activation of CD28. By systematically mapping CREs and associated trans regulators directly in primary human T cell subsets, this work overcomes longstanding experimental limitations to decode context-dependent gene regulatory programs in a complex, multi-gene locus critical to immune homeostasis.

Genetic variants associated with human autoimmune diseases commonly map to non-coding control regions, particularly enhancers that function selectively in immune cells and fine-tune gene expression within a relatively narrow range of values. How such modest, cell-type-selective changes can meaningfully shape organismal disease risk remains unclear. To explore this issue, we experimentally manipulated species-conserved enhancers within the disease-associated IL2RA locus and studied accompanying changes in the progression of autoimmunity. Perturbing distinct enhancers with restricted activity in conventional T cells (Tconvs) or regulatory T cells (Tregs)—two functionally antagonistic T cell subsets—caused only modest, cell-type-selective decreases in IL2ra expression parameters. However, these same perturbations had striking and opposing effects in vivo , completely preventing or severely accelerating disease in a murine model of type 1 diabetes. Quantitative tissue imaging and computational modelling revealed that each enhancer manipulation impinged on distinct IL-2-dependent feedback circuits. These imbalances altered the intracellular signaling and intercellular communication dynamics of activated Tregs and Tconvs, producing opposing spatial domains that amplified or constrained ongoing autoimmune responses. These findings demonstrate how subtle changes in gene regulation stemming from non-coding variation can propagate across biological scales due to non-linearities in intra- and intercellular feedback circuitry, dramatically shaping disease risk at the organismal level.

The challenge of linking intergenic mutations to target genes has limited molecular understanding of human diseases. Here, we show that H3K27ac HiChIP generates high-resolution contact maps of active enhancers and target genes in rare primary human T cell subtypes and coronary artery smooth muscle cells. Differentiation of naive T cells to T helper 17 cells or regulatory T cells creates subtype-specific enhancer-promoter interactions, specifically at regions of shared DNA accessibility. These data provide a principled means of assigning molecular functions to autoimmune and cardiovascular disease risk variants, linking hundreds of noncoding variants to putative gene targets. Target genes identified with HiChIP are further supported by CRISPR interference and activation at linked enhancers, by the presence of expression quantitative trait loci, and by allele-specific enhancer loops in patient-derived primary cells. The majority of disease-associated enhancers contact genes beyond the nearest gene in the linear genome, leading to a four-fold increase of potential target genes for autoimmune and cardiovascular diseases.

The majority of genetic variants associated with common human diseases map to enhancers, non-coding elements that shape cell type-specific transcriptional programs and responses to specific extracellular cues1-3. In order to understand the mechanisms by which non-coding genetic variation contributes to disease, systematic mapping of functional enhancers and their biological contexts is required. Here, we develop an unbiased discovery platform that can identify enhancers for a target gene without prior knowledge of their native functional context. We used tiled CRISPR activation (CRISPRa) to synthetically recruit transcription factors to sites across large genomic regions (>100 kilobases) surrounding two key autoimmunity risk loci, CD69 and IL2RA (interleukin-2 receptor alpha; CD25). We identified several CRISPRa responsive elements (CaREs) with stimulation-dependent enhancer activity, including an IL2RA enhancer that harbors an autoimmunity risk variant. Using engineered mouse models and genome editing of human primary T cells, we found that sequence perturbation of the disease-associated IL2RA enhancer does not block IL2RA expression, but rather delays the timing of gene activation in response to specific extracellular signals. This work develops an approach to rapidly identify functional enhancers within non-coding regions, decodes a key human autoimmunity association, and suggests a general mechanism by which genetic variation can cause immune dysfunction.

FOXP3 is a lineage-defining transcription factor that controls differentiation and maintenance of suppressive function of regulatory T cells (Tregs). Foxp3 is exclusively expressed in Tregs in mice. However, in humans, FOXP3 is not only constitutively expressed in Tregs; it is also transiently expressed in stimulated CD4+CD25-conventional T cells (Tconvs)