We describe a material, cubic CaCu3Ti4O12, which exhibits a large dielectric response, the temperature-dependence of which has not been seen, to our knowledge, in any existing material. This compound possesses a low-frequency dielectric constant, ε∼104 [1], which is only weakly varying in the temperature range 100–400 K. Below T∼100K, however, there is an abrupt 100-fold reduction in the value of ε. X-ray diffraction and thermodynamic data argue against an explanation in terms of ferroelectricity, i.e. the collective ordering of local dipole moments. Both the low-frequency dielectric response as well as Raman scattering data suggest the existence of highly polarizable relaxational modes with a characteristic gap energy of 28 meV.

Cell adhesion and migration crucially depend on the transmission of actomyosin-generated forces through sites of focal adhesion to the extracellular matrix. Here we report experimental and computational advances in improving the resolution and reliability of traction force microscopy. First, we introduce the use of two differently colored nanobeads as fiducial markers in polyacrylamide gels and explain how the displacement field can be computationally extracted from the fluorescence data. Second, we present different improvements regarding standard methods for force reconstruction from the displacement field, which are the boundary element method, Fourier-transform traction cytometry, and traction reconstruction with point forces. Using extensive data simulation, we show that the spatial resolution of the boundary element method can be improved considerably by splitting the elastic field into near, intermediate, and far field. Fourier-transform traction cytometry requires considerably less computer time, but can achieve a comparable resolution only when combined with Wiener filtering or appropriate regularization schemes. Both methods tend to underestimate forces, especially at small adhesion sites. Traction reconstruction with point forces does not suffer from this limitation, but is only applicable with stationary and well-developed adhesion sites. Third, we combine these advances and for the first time reconstruct fibroblast traction with a spatial resolution of ∼1 μm.

Cells in tissues are mechanically coupled both to the ECM and neighboring cells, but the coordination and interdependency of forces sustained at cell-ECM and cell–cell adhesions are unknown. In this paper, we demonstrate that the endogenous force sustained at the cell–cell contact between a pair of epithelial cells is approximately 100 nN, directed perpendicular to the cell–cell interface and concentrated at the contact edges. This force is stably maintained over time despite significant fluctuations in cell–cell contact length and cell morphology. A direct relationship between the total cellular traction force on the ECM and the endogenous cell–cell force exists, indicating that the cell–cell tension is a constant fraction of the cell-ECM traction. Thus, modulation of ECM properties that impact cell-ECM traction alters cell–cell tension. Finally, we show in a minimal model of a tissue that all cells experience similar forces from the surrounding microenvironment, despite differences in the extent of cell-ECM and cell–cell adhesion. This interdependence of cell–cell and cell-ECM forces has significant implications for the maintenance of the mechanical integrity of tissues, mechanotransduction, and tumor mechanobiology.

How focal adhesions (FAs) convert retrograde filamentous actin (F-actin) flow into traction stress on the extracellular matrix to drive cell migration is unknown. Using combined traction force and fluorescent speckle microscopy, we observed a robust biphasic relationship between F-actin speed and traction force. F-actin speed is inversely related to traction stress near the cell edge where FAs are formed and F-actin motion is rapid. In contrast, larger FAs where the F-actin speed is low are marked by a direct relationship between F-actin speed and traction stress. We found that the biphasic switch is determined by a threshold F-actin speed of 8–10 nm/s, independent of changes in FA protein density, age, stress magnitude, assembly/disassembly status, or subcellular position induced by pleiotropic perturbations to Rho family guanosine triphosphatase signaling and myosin II activity. Thus, F-actin speed is a fundamental regulator of traction force at FAs during cell migration.

We show that actin filaments, shortened to physiological lengths by gelsolin and cross-linked with recombinant human filamins (FLNs), exhibit dynamic elastic properties similar to those reported for live cells. To achieve elasticity values of comparable magnitude to those of cells, the in vitro network must be subjected to external prestress, which directly controls network elasticity. A molecular requirement for the strain-related behavior at physiological conditionsis a flexible hinge found in FLNa and some FLNb molecules. Basic physical properties of the in vitro filamin–F-actin network replicate the essential mechanical properties of living cells. This physical behavior could accommodate passive deformation and internal organelle trafficking at low strains yet resist externally or internally generated high shear forces.

Here we develop a minimal model of the cell actomyosin cortex by forming a quasi-2D cross-linked filamentous actin (F-actin) network adhered to a model cell membrane and contracted by myosin thick filaments. Myosin motors generate both compressive and tensile stresses on F-actin and consequently induce large bending fluctuations, which reduces their effective persistence length to <1 μm. Over a large range of conditions, we show the extent of network contraction corresponds exactly to the extent of individual F-actin shortening via buckling. This demonstrates an essential role of buckling in breaking the symmetry between tensile and compressive stresses to facilitate mesoscale network contraction of up to 80% strain. Portions of buckled F-actin with a radius of curvature ∼300 nm are prone to severing and thus compressive stresses mechanically coordinate contractility with F-actin severing, the initial step of F-actin turnover. Finally, the F-actin curvature acquired by myosin-induced stresses can be further constrained by adhesion of the network to a membrane, accelerating filament severing but inhibiting the long-range transmission of the stresses necessary for network contractility. Thus, the extent of membrane adhesion can regulate the coupling between network contraction and F-actin severing. These data demonstrate the essential role of the nonlinear response of F-actin to compressive stresses in potentiating both myosin-mediated contractility and filament severing. This may serve as a general mechanism to mechanically coordinate contractility and cortical dynamics across diverse actomyosin assemblies in smooth muscle and nonmuscle cells.

Formins stimulate actin filament assembly for fundamental cellular processes including division, adhesion, establishing polarity, and motility. A formin inhibitor would be useful because most cells express multiple formins whose functions are not known and because metastatic tumor formation depends on the deregulation of formin-dependent processes. We identified a general small molecule inhibitor of formin homology 2 domains (SMIFH2) by screening compounds for the ability to prevent formin-mediated actin assembly in vitro. SMIFH2 targets formins from evolutionarily diverse organisms including yeast, nematode worm, and mice, with a half-maximal inhibitor concentration of ∼5 to 15 μM. SMIFH2 prevents both formin nucleation and processive barbed end elongation and decreases formin's affinity for the barbed end. Furthermore, low micromolar concentrations of SMIFH2 disrupt formin-dependent, but not Arp2/3 complex-dependent, actin cytoskeletal structures in fission yeast and mammalian NIH 3T3 fibroblasts.

Abstract Tissue morphogenesis often arises from the culmination of discrete changes in cell-cell junction behaviors, namely ratcheted junction contractions that lead to collective cellular rearrangements. Mechanochemical signaling in the form of RhoA underlies these ratcheted contractions, which occur asymmetrically as one highly motile vertex contracts toward a relatively less motile tricellular vertex. The underlying mechanisms driving asymmetric vertex movement remains unknown. Here, we use optogenetically controlled RhoA in model epithelia together with biophysical modeling to uncover the mechanism lending to asymmetric vertex motion. We find that both local and global RhoA activation leads to increases in junctional tension, thereby facilitating vertex motion. RhoA activation occurs in discrete regions along the junction and is skewed towards the less-motile vertex. At these less-motile vertices, E-cadherin acts as an opposing factor to limit vertex motion through increased frictional drag. Surprisingly, we uncover a feedback loop between RhoA and E-cadherin, as regional optogenetic activation of specified junctional zones pools E-cadherin to the location of RhoA activation. Incorporating this circuit into a mathematical model, we find that a positive feedback between RhoA-mediated tension and E-cadherin-induced frictional drag on tricellular vertices recapitulates experimental data. As such, the location of RhoA determines which vertex is under high tension, pooling E-cadherin and increasing the frictional load at the tricellular vertex to limit its motion. This feedback drives a tension-dependent intercellular “clutch” at tricellular vertices which stabilizes vertex motion upon tensional load.

ABSTRACT Molecular motors embedded within collections of actin and microtubule filaments underlie the dynamic behaviors of cytoskeletal assemblies. Understanding the physics of such motor-filament materials is critical to developing a physical model of the cytoskeleton and the design of biomimetic active materials. Here, we demonstrate through experiments and simulations that the rigidity and connectivity of filaments in active biopolymer networks regulates the anisotropy and the length scale of the underlying deformations, yielding materials with varying contractility. Semi-flexible filaments that can be compressed and bent by motor stresses undergo deformations that are predominantly biaxial. By contrast, rigid filament bundles contract via actomyosin sliding deformations that are predominantly uniaxial. Networks dominated by filament buckling are robustly contractile under a wide range of connectivities, while networks dominated by actomyosin sliding can be tuned from contractile to extensile through reduced connectivity via cross-linking. These results identify physical parameters that control the forces generated within motor-filament arrays, and provide insight into the self-organization and mechanics of cytoskeletal assemblies.

Abstract Although implicated in adhesion, few studies address how actin assembly factors guide cell positioning in multicellular tissue. The formin, Dia1, localizes to the proliferative basal layer of epidermis. In organotypic cultures, Dia1 depletion reduced basal cell density and resulted in stratified tissue with disorganized differentiation and proliferative markers. Since crowding induces differentiation in epidermal tissue, we hypothesized that Dia1 allows cells to reach densities amenable to differentiation prior to stratification. Consistent with this hypothesis, forced crowding of Dia1-deficient cells rescued transcriptional abnormalities. Dia1 promotes rapid growth of lateral adhesions, a behavior consistent with the ability of cells to remain monolayered when crowded. In aggregation assays, cells sorted into distinct layers based on Dia1 expression status. These results suggested that as basal cells proliferate, reintegration and packing of Dia1-positive daughter cells is favored while Dia1-negative cells tend to delaminate to a suprabasal compartment. These data demonstrate how formin expression patterns play a crucial role in constructing distinct domains within stratified epithelia. Summary Harmon et al demonstrate that differential expression of an actin nucleator, the formin, Dia1, drives cell sorting and maintains distinct morphological domains within an epithelial tissue. This illuminates the possible utility of evolving a large formin family in orchestrating the compartmentalization and differentiation of complex tissues.