Abstract Recent adaptive radiations are models for investigating mechanisms contributing to the evolution of biodiversity. An unresolved question is the relative importance of new mutations, ancestral variants, and introgressive hybridization for phenotypic evolution and speciation. Here we address this issue using Darwin’s finches, which vary in size from an 8g warbler finch with a pointed beak to a 40g large ground finch with a massive blunt beak. We present a highly contiguous genome assembly for one of the species and investigate the genomic architecture underlying phenotypic diversity in the entire radiation. Admixture mapping for beak and body size in the small, medium and large ground finches revealed 28 loci showing strong genetic differentiation. These loci represent ancestral haplotype blocks with origins as old as the Darwin’s finch phylogeny (1-2 million years). Genes expressed in the developing beak are overrepresented in these genomic regions. Frequencies of allelic variants at the 28 loci covary with phenotypic similarities in body and beak size across the Darwin’s finch phylogeny. These ancestral haplotypes constitute genetic modules for selection, and act as key determinants of the exceptional phenotypic diversity of Darwin’s finches. Such ancestral haplotype blocks can be critical for how species adapt to environmental variability and change.

The increased prevalence of antimicrobial resistance (AMR) among Enterobacteriaceae has had major clinical and economic impacts in human medicine. Many of the multi-drug resistant (MDR) Enterobacteriaceae found in humans are community-acquired and linked to food animals (i.e. livestock raised for meat and dairy products). In this study, we examined whether numerically dominant, commensal Escherichia coli strains from humans (n=63 isolates) and domestic animals (n=174 isolates) in the same community and with matching phenotypic AMR patterns, were clonally related or shared the same plasmids. We identified 25 multi-drug resistant isolates (i.e. resistant to 3 or more antimicrobial classes) that shared identical phenotypic resistance patterns. We then investigated the diversity of E. coli clones, AMR genes and plasmids carrying the AMR genes using conjugation, replicon typing and whole genome sequencing. None of the MDR E. coli isolates (from children and domestic animals) analyzed were clonal. While the majority of isolates shared the same antimicrobial resistance genes and replicons, DNA sequencing indicated that these genes and replicons were found on different plasmid structures. Our findings suggest that nonclonal resistance gene dissemination is common in this community and that diverse plasmids carrying AMR genes presents a significant challenge for understanding the movement of AMR in a community.

ABSTRACT Intramammary (IMM) ceftiofur treatment is commonly used in dairy farms to prevent mastitis, though its impact on the cattle gut microbiome and selection of antibiotic-resistant bacteria has not been elucidated. Herein, we enrolled 40 healthy dairy cows after lactation: 20 were treated with IMM ceftiofur (Spectramast®DC) and a non-antibiotic internal teat sealant (bismuth subnitrate) and 20 (controls) received only bismuth subnitrate. Fecal samples were collected before (day −1) and after treatment (weeks 1, 2, 3, 5, 7, and 9) for bacterial quantification and metagenomic next-generation sequencing. Overall, 90% and 24% of the 278 samples had Gram-negative bacteria with resistance to ampicillin and ceftiofur, respectively. Most of the cows treated with ceftiofur did not have an increase in the number of resistant bacteria; however, a subset (25%) shed higher levels of ceftiofur-resistant bacteria for up to 2 weeks post-treatment. At week 5, the antibiotic-treated cows had lower microbiome abundance and richness, whereas a greater abundance of genes encoding extended-spectrum β-lactamases (ESBLs), CfxA, ACI-1, and CMY, was observed at weeks 1, 5 and 9. Moreover, the contig and network analyses detected associations between β-lactam resistance genes and phages, mobile genetic elements, and specific genera. Commensal bacterial populations belonging to Bacteroidetes most often possessed ESBL genes followed by members of Enterobacteriaceae. This study highlights variable, persistent effects of IMM ceftiofur treatment on the gut microbiome and resistome in dairy cattle. Antibiotic-treated cattle had an increased abundance of specific taxa and genes encoding ESBL production that persisted for 9 weeks, while fecal shedding of ESBL-producing Enterobacteriaceae varied across animals. Together, these findings highlight the need for additional studies that identify factors linked to shedding levels and the dissemination and persistence of resistance determinants on dairy farms in different geographic locations.

Abstract Enteric pathogens cause widespread foodborne illness and are increasingly found to harbor antimicrobial resistance. The ecological impact of these pathogens on the human gut microbiome and resistome, however, has yet to be fully elucidated. This study applied shotgun metagenome sequencing to stools from 60 patients (cases) with enteric bacterial infections for comparison to stools collected from the same patients’ post-recovery (follow-ups). Overall, the case samples harbored more antimicrobial resistance genes (ARGs) and had greater resistome diversity than the follow-up samples (p<0.001), while follow-ups had much more diverse microbiomes (p<0.001). Although cases were primarily defined by genera Escherichia, Salmonella , and Shigella along with ARGs for multi-compound and multidrug resistance, follow-ups had a greater abundance of Bacteroidetes and Firmicutes phyla and genes for tetracycline, macrolides, lincosamides, and streptogramins (MLS), and aminoglycoside resistance. A host-tracking analysis revealed that Escherichia was the primary carrier of ARGs in both cases and follow-ups, with a greater abundance occurring during infection. Eleven distinct extended spectrum beta-lactamases (ESBLs) were identified during infection, some of which appear to be lost or transferred to different microbial hosts upon recovery. The increasing incidence of disease caused by foodborne pathogens, coupled with their evolving role in harboring and transferring antimicrobial resistance determinants within communities, justifies further examination of the repercussions of enteric infection on human gut ecology.