Genetically engineered mouse models (GEMMs) help us to understand human pathologies and develop new therapies, yet faithfully recapitulating human diseases in mice is challenging. Advances in genomics have highlighted the importance of non-coding regulatory genome sequences, which control spatiotemporal gene expression patterns and splicing in many human diseases1,2. Including regulatory extensive genomic regions, which requires large-scale genome engineering, should enhance the quality of disease modelling. Existing methods set limits on the size and efficiency of DNA delivery, hampering the routine creation of highly informative models that we call genomically rewritten and tailored GEMMs (GREAT-GEMMs). Here we describe 'mammalian switching antibiotic resistance markers progressively for integration' (mSwAP-In), a method for efficient genome rewriting in mouse embryonic stem cells. We demonstrate the use of mSwAP-In for iterative genome rewriting of up to 115 kb of a tailored Trp53 locus, as well as for humanization of mice using 116 kb and 180 kb human ACE2 loci. The ACE2 model recapitulated human ACE2 expression patterns and splicing, and notably, presented milder symptoms when challenged with SARS-CoV-2 compared with the existing K18-hACE2 model, thus representing a more human-like model of infection. Finally, we demonstrated serial genome writing by humanizing mouse Tmprss2 biallelically in the ACE2 GREAT-GEMM, highlighting the versatility of mSwAP-In in genome writing.

Abstract Genetically Engineered Mouse Models (GEMMs) aid in understanding human pathologies and developing new therapeutics, yet recapitulating human diseases authentically in mice is challenging to design and execute. Advances in genomics have highlighted the importance of non-coding regulatory genome sequences controlling spatiotemporal gene expression patterns and splicing to human diseases. It is thus apparent that including regulatory genomic regions during the engineering of GEMMs is highly preferable for disease modeling, with the prerequisite of large-scale genome engineering ability. Existing genome engineering methods have limits on the size and efficiency of DNA delivery, hampering routine creation of highly informative GEMMs. Here, we describe mSwAP-In ( m ammalian Sw itching A ntibiotic resistance markers P rogressively for In tegration), a method for efficient genome rewriting in mouse embryonic stem cells. We first demonstrated the use of mSwAP-In for iterative genome rewriting of up to 115 kb of the Trp53 locus, as well as for genomic humanization of up to 180 kb ACE2 locus in response to the COVID-19 pandemic. Second, we showed the hACE2 GEMM authentically recapitulated human ACE2 expression patterns and splicing, and importantly, presented milder symptoms without mortality when challenged with SARS-CoV-2 compared to the K18-ACE2 model, thus representing a more authentic model of infection.

Abstract Common unintended chromosomal alterations induced by CRISPR/Cas9 in mammalian cells, particularly on-target large deletions and chromosomal translocations present a safety challenge for genome editing. Base editing and prime editing that can precisely introduce desired edits without double-stranded breaks and exogenous DNA templates face their own challenges. Thus, there is still an unmet need to develop safer and more efficient editing tools. We screened diverse DNA polymerases of distinct origins and identified T4 DNA polymerase derived from phage T4 that greatly prevents undesired on-target large deletions and chromosomal translocations while increasing the proportion of precise 1- to 2-base-pair insertions generated during CRISPR/Cas9 editing (termed CasPlus). CasPlus induced substantially fewer on-target large deletions while increasing the efficiency to correct common frameshift mutations in DMD (exon 52 deletion) and restored higher level of dystrophin expression than Cas9-alone in human induced pluripotent stem cell-derived cardiomyocytes. Moreover, CasPlus can greatly reduce the frequency of on-target large deletions in mouse germline editing. In multiplexed guide RNAs mediating gene editing, CasPlus represses chromosomal translocations while maintaining gene disruption efficiency that is higher or comparable to Cas9 in primary human T cells. Therefore, CasPlus offers a safer and more efficient gene editing strategy to treat pathogenic variants or to introduce genetic modifications in human applications.

Summary Early blastomeres of mouse preimplantation embryos exhibit bi-potential cell fate, capable of generating both embryonic and extra-embryonic lineages in blastocysts. Here, we identified three major 2 cell (2C) specific endogenous retroviruses (ERVs) as the molecular hallmark of the bi-potential plasticity. Using the LTRs of all three 2C-ERVs, we identified Klf5 as their major upstream regulator. Klf5 is essential for bi-potential cell fate: a single Klf5-overexpressing ESC generated terminally differentiated embryonic and extra-embryonic lineages in chimeric embryos, and Klf5 directly induces both ICM and TE specification genes. Intriguingly, Klf5 and Klf4 act redundantly during ICM specification, whereas Klf5 deficiency alone impairs TE specification. Klf5 is regulated by multiple 2C-specific transcription factors, particularly Dux, and the Dux/Klf5 axis is evolutionarily conserved. Altogether, the 2C-specific transcription program converges on Klf5 to establish bi-potential cell fate, enabling a cell state with dual activation of ICM and TE genes.

Abstract Type 2 cytokines like IL-4 are hallmarks of helminth infection and activate macrophages to limit immunopathology and mediate helminth clearance. In addition to cytokines, nutrients and metabolites critically influence macrophage polarization. Choline is an essential nutrient known to support normal macrophage responses to lipopolysaccharide; however, its function in macrophages polarized by type 2 cytokines is unknown. Using murine IL-4-polarized macrophages, targeted lipidomics revealed significantly elevated levels of phosphatidylcholine, with select changes to other choline-containing lipid species. These changes were supported by the coordinated upregulation of choline transport compared to naïve macrophages. Pharmacological inhibition of choline metabolism significantly suppressed several mitochondrial transcripts and dramatically inhibited select IL-4-responsive transcripts, most notably, Retnla . We further confirmed that blocking choline metabolism diminished IL-4-induced RELMα (encoded by Retnla ) protein content and secretion and caused a dramatic reprogramming toward glycolytic metabolism. To better understand the physiological implications of these observations, naïve or mice infected with intestinal helminths Heligmosomoides polygyrus or Nippostrongylus brasiliensis were treated with the choline kinase α inhibitor, RSM-932A, to limit choline metabolism in vivo . Pharmacological inhibition of choline metabolism lowered RELMα expression across cell-types and tissues and led to the disappearance of peritoneal macrophages and B-1 lymphocytes and an influx of infiltrating monocytes. The impaired macrophage activation was associated with some loss in optimal immunity to H. polygyrus with increased egg burden, but there were no differences in intestinal worm count nor differences in N. brasiliensis parasite burden. Together, these data demonstrate that choline metabolism is required for macrophage RELMα induction, metabolic programming, and peritoneal immune homeostasis, which could have important implications in the context of other models of infection or cancer immunity. Abstract Figure

ABSTRACT Seasonal influenza results in 3 to 5 million cases of severe disease and 250,000 to 500,000 deaths annually. Macrophages have been implicated in both the resolution and progression of the disease, but the drivers of these outcomes are poorly understood. We probed mouse lung transcriptomic datasets using the Digital Cell Quantifier algorithm to predict immune cell subsets that correlated with mild or severe influenza A virus (IAV) infection outcomes. We identified a novel lung macrophage population that transcriptionally resembled small serosal cavity macrophages and correlated with mild disease. Until now, the study of serosal macrophage translocation in the context of infections has been neglected. Here, we show that pleural macrophages (PMs) migrate from the pleural cavity to the lung after infection with pH1N1 A/California/04/2009 IAV. We found that the depletion of PMs increased morbidity and pulmonary inflammation. There were increased proinflammatory cytokines in the pleural cavity and an influx of neutrophils within the lung. Our results show PMs are recruited to the lung during IAV infection and contribute to recovery from influenza. This study expands our knowledge of PM plasticity and provides a new source of lung macrophages independent of monocyte recruitment and local proliferation. GRAPHICAL ABSTRACT

The testis expresses the largest number of genes of any mammalian organ, a finding that has long puzzled molecular biologists. Analyzing our single-cell transcriptomic maps of human and mouse spermatogenesis, we provide evidence that this widespread transcription serves to maintain DNA sequence integrity in the male germline by correcting DNA damage through 'transcriptional scanning'. Supporting this model, we find that genes expressed during spermatogenesis display lower mutation rates on the transcribed strand and have low diversity in the population. Moreover, this effect is fine-tuned by the level of gene expression during spermatogenesis. The unexpressed genes, which in our model do not benefit from transcriptional scanning, diverge faster over evolutionary time-scales and are enriched for sensory and immune-defense functions. Collectively, we propose that transcriptional scanning modulates germline mutation rates in a gene-specific manner, maintaining DNA sequence integrity for the bulk of genes but allowing for fast evolution in a specific subset.

Methylation of histone 3 at lysine 9 (H3K9) is widely regarded as a major roadblock for cellular reprogramming and interference with associated methyltransferases such as EHMT1 and EHMT2 (also known as GLP and G9A, respectively) increases the efficiencies at which induced pluripotent stem cells (iPSCs) can be derived. Activation of histone and DNA demethylases by ascorbic acid (AA) has become a common approach to facilitate the extensive epigenetic remodeling required for iPSC formation, but possible functional interactions between the H3K9 methylation machinery and AA-stimulated enzymes remain insufficiently explored. Here we show that reduction of EHMT1/2 activity counteracts iPSC formation in an optimized reprogramming system in the presence of AA. Mechanistically, EHMT1/2 activity under these conditions is required for efficient downregulation of somatic genes and transition into an epithelial state. Of note, transient inhibition of EHMT1/2 during reprogramming yields iPSCs that fail to efficiently give rise to viable mice, suggesting persistent molecular defects in these cells. Genetic interference with the H3K9 demethylase KDM3B ameliorated the adverse effect of EHMT1/2 inhibition on iPSC formation. Together, our observations document novel functions of H3K9 methyltransferases during iPSC formation and suggest that the balancing of AA-stimulated enzymes by EHMT1/2 supports efficient and error-free iPSC reprogramming to pluripotency.

ABSTRACT Intestinal roundworms cause chronic debilitating disease in animals, including humans. A lack of effective vaccines and the emergence of widespread drug resistance only increase the need to better understand parasite clearance mechanisms within the host. Heligmosomoides polygyrus larvae induce a strong intestinal granuloma response within their murine host, which has been associated with resistance. Immune cells, mostly alternatively activated macrophages and eosinophils, accumulate around the tissue encysted parasites to immobilize and damage/kill developing worms. In a one dose (bolus) experimental infection, infected C57Bl/6 mice are unable to clear parasites which results in chronic infection with high worm burdens. However, using a frequent dose trickle model of infection, we, like others, have found that C57Bl/6 mice can clear infection. We found that the clearance is associated with higher granuloma numbers, but no changes in systemic/intestinal Th2 responses. Within the granulomas, we found that myeloid cells had a different transcriptional profile in each of the infected groups, and that high IgG1, but not IgG2c, IgA or IgE, levels were observed around the larvae of only trickle-infected mice. Our results highlight the importance of the granuloma in the host’s ability to clear H. polygyrus and emphasise the need to study this key tissue in more depth, rather than using correlates such as general intestinal or systemic responses. AUTHOR’S SUMMARY Despite decades of research on intestinal parasitic worms, we are still unable to clearly point to why so many people (approximately 1.8 billion) and most livestock/wild animals are infected with these parasites. We have made progress in understanding how the immune system responds to parasitic worms, and how these parasites manipulate our immune system. However, identifying effective clearance mechanisms is complex and context dependent. We have used a model of trickle infection (multiple low doses of parasites) to simulate how people/animals get infected in the real world. Using this model, we have identified the host/parasite interface (the granuloma) within the intestinal tissue to be key in determining the host’s ability to clear worms. Specific gene expression signatures in granuloma immune cells and the presence/absence of antibodies within the granuloma are key factors associated with parasite clearance. Surprisingly, more common identifiers of parasitic worm infections (increased serum antibody levels and/or generalized immune markers) did not associate with protection. These novel findings contribute to a better understanding of the mechanisms underlying effective parasitic worm clearance.