The role of geometrical confinement on collective cell migration has been recognized but has not been elucidated yet. Here, we show that the geometrical properties of the environment regulate the formation of collective cell migration patterns through cell-cell interactions. Using microfabrication techniques to allow epithelial cell sheets to migrate into strips whose width was varied from one up to several cell diameters, we identified the modes of collective migration in response to geometrical constraints. We observed that a decrease in the width of the strips is accompanied by an overall increase in the speed of the migrating cell sheet. Moreover, large-scale vortices over tens of cell lengths appeared in the wide strips whereas a contraction-elongation type of motion is observed in the narrow strips. Velocity fields and traction force signatures within the cellular population revealed migration modes with alternative pulling and/or pushing mechanisms that depend on extrinsic constraints. Force transmission through intercellular contacts plays a key role in this process because the disruption of cell-cell junctions abolishes directed collective migration and passive cell-cell adhesions tend to move the cells uniformly together independent of the geometry. Altogether, these findings not only demonstrate the existence of patterns of collective cell migration depending on external constraints but also provide a mechanical explanation for how large-scale interactions through cell-cell junctions can feed back to regulate the organization of migrating tissues.

Collagen is the most abundant extracellular-network-forming protein in animal biology and is important in both natural and artificial tissues, where it serves as a material of great mechanical versatility. This versatility arises from its almost unique ability to remodel under applied loads into anisotropic and inhomogeneous structures. To explore the origins of this property, we develop a set of analysis tools and a novel experimental setup that probes the mechanical response of fibrous networks in a geometry that mimics a typical deformation profile imposed by cells in vivo. We observe strong fiber alignment and densification as a function of applied strain for both uncrosslinked and crosslinked collagenous networks. This alignment is found to be irreversibly imprinted in uncrosslinked collagen networks, suggesting a simple mechanism for tissue organization at the microscale. However, crosslinked networks display similar fiber alignment and the same geometrical properties as uncrosslinked gels, but with full reversibility. Plasticity is therefore not required to align fibers. On the contrary, our data show that this effect is part of the fundamental non-linear properties of fibrous biological networks.

One-cell-thick monolayers are the simplest tissues in multicellular organisms, yet they fulfill critical roles in development and normal physiology. In early development, embryonic morphogenesis results largely from monolayer rearrangement and deformation due to internally generated forces. Later, monolayers act as physical barriers separating the internal environment from the exterior and must withstand externally applied forces. Though resisting and generating mechanical forces is an essential part of monolayer function, simple experimental methods to characterize monolayer mechanical properties are lacking. Here, we describe a system for tensile testing of freely suspended cultured monolayers that enables the examination of their mechanical behavior at multi-, uni-, and subcellular scales. Using this system, we provide measurements of monolayer elasticity and show that this is two orders of magnitude larger than the elasticity of their isolated cellular components. Monolayers could withstand more than a doubling in length before failing through rupture of intercellular junctions. Measurement of stress at fracture enabled a first estimation of the average force needed to separate cells within truly mature monolayers, approximately ninefold larger than measured in pairs of isolated cells. As in single cells, monolayer mechanical properties were strongly dependent on the integrity of the actin cytoskeleton, myosin, and intercellular adhesions interfacing adjacent cells. High magnification imaging revealed that keratin filaments became progressively stretched during extension, suggesting they participate in monolayer mechanics. This multiscale study of monolayer response to deformation enabled by our device provides the first quantitative investigation of the link between monolayer biology and mechanics.

Journal Article Guidance of collective cell migration by substrate geometry Get access Kevin Doxzen, Kevin Doxzen Mechanobiology Institute, National University of Singapore, Singapore 117411 Search for other works by this author on: Oxford Academic Google Scholar Sri Ram Krishna Vedula, Sri Ram Krishna Vedula Mechanobiology Institute, National University of Singapore, Singapore 117411 Search for other works by this author on: Oxford Academic Google Scholar Man Chun Leong, Man Chun Leong NUS Graduate School for Integrative Sciences and Engineering, National University of Singapore, Singapore 117576 Search for other works by this author on: Oxford Academic Google Scholar Hiroaki Hirata, Hiroaki Hirata Mechanobiology Institute, National University of Singapore, Singapore 117411 Search for other works by this author on: Oxford Academic Google Scholar Nir S. Gov, Nir S. Gov Department of Chemical Physics, Weizmann Institute of Science, Rehovot 76100, Israel Search for other works by this author on: Oxford Academic Google Scholar Alexandre J. Kabla, Alexandre J. Kabla Engineering Department, University of Cambridge, Cambridge, UK Search for other works by this author on: Oxford Academic Google Scholar Benoit Ladoux, Benoit Ladoux Mechanobiology Institute, National University of Singapore, Singapore 117411Institut Jacques Monod (IJM), CNRS UMR 7592 & Universite´ Paris Diderot, Paris, France E-mail: benoit.ladoux@univ-paris-diderot.fr Search for other works by this author on: Oxford Academic Google Scholar Chwee Teck Lim Chwee Teck Lim Mechanobiology Institute, National University of Singapore, Singapore 117411Department of Bioengineering & Department of Mechanical Engineering, National University of Singapore, Singapore E-mail: ctlim@nus.edu.sg Search for other works by this author on: Oxford Academic Google Scholar Integrative Biology, Volume 5, Issue 8, August 2013, Pages 1026–1035, https://doi.org/10.1039/c3ib40054a Published: 20 June 2013 Article history Received: 11 March 2013 Accepted: 22 May 2013 Published: 20 June 2013

A number of biological processes, such as embryo development, cancer metastasis or wound healing, rely on cells moving in concert. The mechanisms leading to the emergence of coordinated motion remain however largely unexplored. Although biomolecular signalling is known to be involved in most occurrences of collective migration, the role of physical and mechanical interactions has only been recently investigated. In this study, a versatile framework for cell motility is implemented in silico in order to study the minimal requirements for the coordination of a group of epithelial cells. We find that cell motility and cell–cell mechanical interactions are sufficient to generate a broad array of behaviours commonly observed in vitro and in vivo . Cell streaming, sheet migration and susceptibility to leader cells are examples of behaviours spontaneously emerging from these simple assumptions, which might explain why collective effects are so ubiquitous in nature. The size of the population and its confinement appear, in particular, to play an important role in the coordination process. In all cases, the complex response of the population can be predicted from the knowledge of the correlation length of the velocity field measured in the bulk of the epithelial layer. This analysis provides also new insights into cancer metastasis and cell sorting, suggesting, in particular, that collective invasion might result from an emerging coordination in a system where single cells are mechanically unable to invade.

Significance Animal cells undergo a remarkable series of shape changes as they pass through mitosis and divide. In an epithelial tissue, the impact of these morphogenetic processes depends strongly on the orientation of division. However, the cues orienting divisions remain poorly understood. Here, we combine live imaging and mechanical perturbations with computational modeling to investigate the effects of shape changes accompanying mitosis and division in stretched monolayers in the absence of neighbor exchange. We show that divisions orient with the long cell axis rather than with the stress direction, and show how oriented divisions contribute to the restoration of cell packing and stress relaxation. In doing so, we identify a clear role for oriented cell division in morphogenetically active tissues.

The mechanical response of single cells and tissues exhibits a broad distribution of time scales that gives often rise to a distinctive power-law regime. Such complex behaviour cannot be easily captured by traditional rheological approaches, making material characterisation and predictive modelling very challenging. Here, we present a novel model combining conventional viscoelastic elements with fractional calculus that successfully captures the macroscopic relaxation response of epithelial monolayers. The parameters extracted from the fitting of the relaxation modulus allow prediction of the response of the same material to slow stretch and creep, indicating that the model captured intrinsic material properties. Two characteristic times can be derived from the model parameters, and together these explain different qualitative behaviours observed in creep after genetic and chemical treatments. We compared the response of tissues with the behaviour of single cells as well as intra and extra-cellular components, and linked the power-law behaviour of the epithelium to the dynamics of the cell cortex. Such a unified model for the mechanical response of biological materials provides a novel and robust mathematical approach for diagnostic methods based on mechanical traits as well as more accurate computational models of tissues mechanics.

Abstract The ability of tissues to sustain mechanical stress and avoid rupture is a fundamental pillar of their function. Rupture in response to physiological levels of stress can be undesired, for example resulting from disease or genetic mutations, or be an integral part of developmental processes, such as during blastocoel formation in mouse or leg eversion in flies. Despite its importance, we know very little about rupture in cellularised tissues because it is a multi-scale phenomenon that necessitates comprehension of the interplay between mechanical forces and processes at the molecular and cellular scales. Using a combination of mechanical measurements, live imaging and computational modelling, we characterise rupture in epithelial monolayers. We show that, despite consisting of only a single layer of cells, monolayers can withstand surprisingly large deformations, often accommodating several-fold increases in their length before rupture. At large deformation, epithelia increase their stiffness multiple-fold in a process controlled by a supracellular network of keratin filaments. Perturbing keratin organisation fragilised monolayers and prevented strain stiffening. Using computational approaches, we show that, although the kinetics of adhesive bond rupture ultimately control tissue strength, tissue rheology and the history of deformation prior to failure set the strain and stress that the tissue reaches at the onset of fracture. Our data paint a picture of epithelia as versatile materials that combine resistance to shocks with deformability when subjected to low strain rates.