Leucine Rich Repeat Kinase 2 ( LRRK2 ) is one of the most commonly mutated genes in familial Parkinson’s Disease (PD). Under some circumstances, LRRK2 co-localizes with microtubules in cells, an association enhanced by PD mutations. We report a cryo-electron microscopy structure of the catalytic half of LRRK2, containing its kinase, which is in a closed conformation, and GTPase domains, bound to microtubules. We also report a structure of the catalytic half of LRRK1, which is closely related to LRRK2, but is not linked to PD. LRRK1’s structure is similar to LRRK2, but LRRK1 does not interact with microtubules. Guided by these structures, we identify amino acids in LRRK2’s GTPase domain that mediate microtubule binding; mutating them disrupts microtubule binding in vitro and in cells, without affecting LRRK2’s kinase activity. Our results have implications for the design of therapeutic LRRK2 kinase inhibitors.

Abstract Caveolae are small coated inner plasma membrane invaginations found in many cell types. Their diverse functions span from endocytosis to signaling, regulating key cellular processes including lipid uptake, pathogen entry, and membrane tension. Caveolae undergo shape changes from flat to curved. It is unclear which proteins regulate this process. To address this gap, we studied the shapes of caveolae with platinum replica electron microscopy in six common cell types. Next, we developed a correlative multi-color stimulated emission depletion (STED) fluorescence and platinum replica EM imaging (CLEM) method to image caveolae-associated proteins at caveolae of different shapes at the nanoscale. Caveolins and cavins were found at all caveolae, independent of their curvature. EHD2, a classic caveolar neck protein, was strongly detected at both curved and flat caveolae. Both pacsin2 and the regulator EHBP1 were found only at a subset of caveolae. Pacsin2 was localized primarily to areas surrounding flat caveolae, whereas EHBP1 was mostly detected at spheres. Contrary to classic models, dynamin was absent from caveolae and localized only to clathrin-coated structures. Cells lacking dynamin showed no substantial changes to caveolae, suggesting that dynamin is not directly involved in caveolae curvature. Together, we provide a mechanistic map for the molecular control of caveolae shape by eight of the major caveolae-associated coat and regulatory proteins. We propose a model where caveolins, cavins, and EHD2 assemble as a cohesive structural unit regulated by more intermittent associations with pacsin2 and EHBP1. These complexes can flatten and curve, capturing membrane to enable lipid traffic and changes to the surface area of the cell.

Leucine Rich Repeat Kinase 1 and 2 (LRRK1 and LRRK2) are homologs in the ROCO family of proteins in humans. Despite their shared domain architecture and involvement in intracellular trafficking, their disease associations are strikingly different: LRRK2 is involved in familial Parkinson’s Disease (PD) while LRRK1 is linked to bone diseases. Furthermore, PD-linked mutations in LRRK2 are typically autosomal dominant gain-of-function while those in LRRK1 are autosomal recessive loss-of-function. To understand these differences, we solved cryo-EM structures of LRRK1 in its monomeric and dimeric forms. Both differ from the corresponding LRRK2 structures. Unlike LRRK2, which is sterically autoinhibited as a monomer, LRRK1 is sterically autoinhibited in a dimer-dependent manner. LRRK1 has an additional level of autoinhibition that prevents activation of the kinase and is absent in LRRK2. Finally, we place the structural signatures of LRRK1 and LRRK2 in the context of the evolution of the LRRK family of proteins.

ABSTRACT B lymphocytes play a critical role in adaptive immunity. Upon antigen binding, B cell receptors (BCR) cluster on the plasma membrane and are internalized by endocytosis. In this process, B cells capture diverse antigens in various contexts and concentrations. However, it is unclear whether the mechanism of BCR endocytosis changes in response to these factors. Here, we studied the mechanism of soluble antigen-induced BCR clustering and internalization in a cultured human B cell line using correlative super resolution fluorescence and platinum replica electron microscopy. First, by visualizing nanoscale BCR clusters, we provide direct evidence that BCR cluster size increases with F(ab’)2 concentration. Next, we show that the physical mechanism of internalization switches in response to BCR cluster size. At low concentrations of antigen, B cells internalize small BCR clusters by classical clathrin-mediated endocytosis. At high antigen concentrations, when clusters size increases beyond the size of a single clathrin coated pit, B cells retrieve receptor clusters using large invaginations of the plasma membrane capped with clathrin. At these sites, we observed early and sustained recruitment of actin and an actin polymerizing protein FCHSD2. We further show that actin recruitment is required for the efficient generation of these novel endocytic carriers and for their capture into the cytosol. We propose that in B cells, the mechanism of endocytosis switches to accommodate large receptor clusters formed when cells encounter high concentrations of soluble antigen. This mechanism is regulated by the organization and dynamics of the cortical actin cytoskeleton.

Clathrin-mediated endocytosis internalizes membrane from the cell surface by reshaping flat regions of membrane into spherical vesicles. The relationship between membrane bending and clathrin coatomer assembly has been inferred from electron microscopy and structural biology, without directly visualization of membrane bending dynamics. This has resulted in two distinct and opposing models for how clathrin bends membrane. Here, polarized Total Internal Reflection Fluorescence microscopy was improved and combined with electron microscopy, atomic force microscopy, and super-resolution imaging to measure membrane bending during endogenous clathrin and dynamin assembly in living cells. Surprisingly, and not predicted by either model, the timing of membrane bending was variable relative to clathrin assembly. Approximately half of the time, membrane bending occurs at the start of clathrin assembly, in the other half, the onset of membrane bending lags clathrin arrival, and occasionally completely assembled flat clathrin transitions into a pit. Importantly, once the membrane bends, the process proceeds to scission with similar timing. We conclude that the pathway of coatomer formation is versatile and can bend the membrane during or after the assembly of the clathrin lattice. These results highlight the heterogeneity in this fundamental biological process, and provide a more complete nanoscale view of membrane bending dynamics during endocytosis.