Induced pluripotent stem cell-derived cardiomyocytes (iPSC-CMs) hold tremendous promise for in vitro modeling to assess native myocardial function and disease mechanisms as well as testing drug safety and efficacy. However, current iPSC- CMs are functionally immature, resembling in vivo CMs of fetal or neonatal developmental states. The use of targeted culture media and organoid formats have been identified as potential high-yield contributors to improve CM maturation. This study presents a novel iPSC-CM maturation medium formulation, designed using a differential evolutionary approach targeting metabolic functionality for iterative optimization. Relative to gold-standard reference formulations, our medium significantly matured morphology, Ca 2+ handling, electrophysiology, and metabolism, which was further validated by multiomic screening, for cells in either pure or co-cultured microtissue formats. Together, these findings not only provide a reliable workflow for highly functional iPSC-CMs for downstream use, but also demonstrate the power of high-dimensional optimization processes in evoking advanced biological function in vitro.

ABSTRACT Cell-based models that mimic in vivo heart physiology are poised to make significant advances in cardiac disease modeling and drug discovery. In these systems, cardiomyocyte (CM) contractility is an important functional metric, but current measurement methods are inaccurate, low-throughput, or require complex set-ups. To address this need, we developed a standalone non-invasive, label-free ultrasound technique operating at 40-200 MHz to measure the beat rate, beat rhythm, and force of contraction of cardiac models, ranging from single adult CMs to 3D microtissue constructs in standard cell culture formats. The high temporal resolution of 1000 fps resolved the beat profile of single mouse CMs paced at up to 9 Hz, revealing limitations of lower speed optical based measurements to resolve beat kinetics or characterize aberrant beats. Coupling of ultrasound with traction force microscopy enabled the measurement of CM longitudinal modulus and facile estimation of adult mouse CM contractile forces of 2.34 ± 1.40 μN, comparable to more complex measurement techniques. Similarly, measurements of beat rate, rhythm, and drug responses of CM spheroid and microtissue models were demonstrated. In conclusion, ultrasound can be used for the rapid characterization of CM contractile function in a wide range of commonly-studied configurations ranging from single cells to 3D tissue constructs using standard well plates, with applications in cardiac drug discovery and cardiotoxicity evaluation.

The multi-disciplinary nature of science, technology, engineering and math (STEM) careers often renders difficulty for high school students navigating from classroom knowledge to post-secondary pursuits. Discrepancies between the knowledge-based high school learning approach and the experiential approach of undergraduate studies leaves some students disillusioned by STEM. We present Discovery , a semester-long inquiry-focused learning model delivered by STEM graduate students in collaboration with high school educators, in the context of biomedical engineering. Entire classes of high school STEM students representing diverse cultural and socioeconomic backgrounds engaged in iterative, problem-based learning designed to emphasize critical thinking concomitantly within the secondary school and university environments. Assessment of grades and survey data suggested positive impact of this learning model on students’ STEM pursuits, notably in under-performing cohorts, as well as repeating cohorts that engage in the program on more than one occasion. Discovery presents a scalable platform blurring the divide between secondary and post-secondary learning, providing valuable learning opportunities and capturing cohorts of students that might otherwise be under-engaged in STEM.

Primary adult cardiomyocyte (aCM) culture is challenged by poor survival and loss of phenotype, rendering extended in vitro experiments unfeasible. Here, we establish murine aCM culture methods that enhance survival and maintain sarcomeric structure and Ca2+ cycling to enable physiologically-relevant contractile force measurements. We also demonstrate genetic and small-molecule manipulations that probe mechanisms underlying myocyte functional performance.