Abstract We previously demonstrated that the PRC2 chromatin-modifying enzyme exhibits the ability to directly transfer between RNA and DNA without a free-enzyme intermediate state. Simulations suggested that such a direct transfer mechanism may be generally necessary for RNA to recruit proteins to chromatin, but the prevalence of direct transfer capability is unknown. Herein, we used fluorescence polarization assays and observed direct transfer for several well-characterized nucleic acid-binding proteins: three-prime repair exonuclease 1 (TREX1), heterogeneous nuclear ribonucleoprotein U, Fem-3-binding factor 2, and MS2 bacteriophage coat protein. For TREX1, the direct transfer mechanism was additionally interrogated by single molecule assays, and the data suggest that direct transfer occurs through an unstable ternary intermediate with partially associated ligands. Generally, direct transfer could allow many DNA- and RNA-binding proteins to conduct a one-dimensional search for their target sites. Furthermore, presumably long-lived protein-polynucleotide complexes might instead be readily replaced by other protein-polynucleotide complexes in vivo . Significance Classically, the lifetime of a protein-ligand complex is presumed to be an intrinsic property, unaffected by competitor molecules in free solution. By contrast, a few oligomeric nucleic acid binding proteins have been observed to exchange competing ligands in their binding sites, and consequently their lifetimes decrease with competitor concentration. Our findings indicate that this “direct transfer” is a more general property of nucleic acid binding proteins. This suggests that many DNA- and RNA-binding proteins can reduce the dimensionality of their search for their target sites by intramolecular direct transfer to nucleosome DNA, instead of relying entirely on three-dimensional diffusion, and it suggests that their mean complex lifetimes in vivo can be regulated by the concentration of free ligand molecules.

Abstract The chromatin-modifying enzyme, Polycomb Repressive Complex 2 (PRC2), deposits the H3K27me3 epigenetic mark to negatively regulate expression at numerous target genes, and this activity has been implicated in embryonic development, cell differentiation, and various cancers. A biological role for RNA binding in regulating PRC2 histone methyltransferase activity is generally accepted, but the nature and mechanism of this relationship remains an area of active investigation. Notably, many in vitro studies demonstrate that RNA inhibits PRC2 activity on nucleosomes through mutually antagonistic binding, while some in vivo studies indicate that PRC2’s RNA-binding activity is critical for facilitating its biological function(s). Here we use biochemical, biophysical, and computational approaches to interrogate PRC2’s RNA and DNA binding kinetics. Our findings demonstrate that PRC2-polynucleotide dissociation rates are dependent on the concentration of free ligand, indicating the potential for direct transfer between ligands without a free-enzyme intermediate. Direct transfer explains the variation in dissociation kinetics reported previously, allows reconciliation of prior in vitro and in vivo studies, and expands the potential mechanisms of RNA-mediated PRC2 regulation. Moreover, simulations indicate that such a direct transfer mechanism could be obligatory for RNA to recruit proteins to chromatin. Significance Studies of PRC2 in vitro indicate that RNA inhibits its histone methyltransferase (HMTase) activity through mutually antagonistic binding with nucleosomes, but some in vivo studies paradoxically suggest that RNA binding is necessary to facilitate chromatin occupancy and HMTase activity. Our findings unveil a protein-intrinsic mechanism for directly exchanging RNA and DNA/nucleosome in PRC2’s binding site(s), which reconciles these prior findings by allowing antagonistic or synergistic RNA-mediated regulation dependent on RNA-nucleosome proximity. Furthermore, there is an increasing awareness that multiple chromatin-associated proteins exhibit regulatory RNA binding activity, and our findings indicate this “direct transfer” mechanism may be generally required for such regulation.