Streptococcus pneumoniae, Haemophilus influenzae, and Neisseria meningitidis, which are typically transmitted via respiratory droplets, are leading causes of invasive diseases, including bacteraemic pneumonia and meningitis, and of secondary infections subsequent to post-viral respiratory disease. The aim of this study was to investigate the incidence of invasive disease due to these pathogens during the early months of the COVID-19 pandemic.In this prospective analysis of surveillance data, laboratories in 26 countries and territories across six continents submitted data on cases of invasive disease due to S pneumoniae, H influenzae, and N meningitidis from Jan 1, 2018, to May, 31, 2020, as part of the Invasive Respiratory Infection Surveillance (IRIS) Initiative. Numbers of weekly cases in 2020 were compared with corresponding data for 2018 and 2019. Data for invasive disease due to Streptococcus agalactiae, a non-respiratory pathogen, were collected from nine laboratories for comparison. The stringency of COVID-19 containment measures was quantified using the Oxford COVID-19 Government Response Tracker. Changes in population movements were assessed using Google COVID-19 Community Mobility Reports. Interrupted time-series modelling quantified changes in the incidence of invasive disease due to S pneumoniae, H influenzae, and N meningitidis in 2020 relative to when containment measures were imposed.27 laboratories from 26 countries and territories submitted data to the IRIS Initiative for S pneumoniae (62 837 total cases), 24 laboratories from 24 countries submitted data for H influenzae (7796 total cases), and 21 laboratories from 21 countries submitted data for N meningitidis (5877 total cases). All countries and territories had experienced a significant and sustained reduction in invasive diseases due to S pneumoniae, H influenzae, and N meningitidis in early 2020 (Jan 1 to May 31, 2020), coinciding with the introduction of COVID-19 containment measures in each country. By contrast, no significant changes in the incidence of invasive S agalactiae infections were observed. Similar trends were observed across most countries and territories despite differing stringency in COVID-19 control policies. The incidence of reported S pneumoniae infections decreased by 68% at 4 weeks (incidence rate ratio 0·32 [95% CI 0·27-0·37]) and 82% at 8 weeks (0·18 [0·14-0·23]) following the week in which significant changes in population movements were recorded.The introduction of COVID-19 containment policies and public information campaigns likely reduced transmission of S pneumoniae, H influenzae, and N meningitidis, leading to a significant reduction in life-threatening invasive diseases in many countries worldwide.Wellcome Trust (UK), Robert Koch Institute (Germany), Federal Ministry of Health (Germany), Pfizer, Merck, Health Protection Surveillance Centre (Ireland), SpID-Net project (Ireland), European Centre for Disease Prevention and Control (European Union), Horizon 2020 (European Commission), Ministry of Health (Poland), National Programme of Antibiotic Protection (Poland), Ministry of Science and Higher Education (Poland), Agencia de Salut Pública de Catalunya (Spain), Sant Joan de Deu Foundation (Spain), Knut and Alice Wallenberg Foundation (Sweden), Swedish Research Council (Sweden), Region Stockholm (Sweden), Federal Office of Public Health of Switzerland (Switzerland), and French Public Health Agency (France).

Abstract Methicillin-resistant Staphylococcus aureus (MRSA) has been classified as a high priority pathogen by the World Health Organization underlining the high demand for new therapeutics to treat infections. Human group IIA secreted phospholipase A 2 (hGIIA) is among the most potent bactericidal proteins against Gram-positive bacteria, including S. aureus . To determine hGIIA-resistance mechanisms of MRSA we screened the Nebraska Transposon Mutant Library using a sublethal concentration of recombinant hGIIA. We identified and confirmed the role of lspA , encoding the lipoprotein signal peptidase LspA, as a new hGIIA resistance gene in both in vitro assays and an infection model in hGIIA-transgenic mice. Increased susceptibility of the lspA mutant was associated with faster and increased cell wall penetration of hGIIA. Moreover, lspA deletion also increased susceptibility to daptomycin, a last-resort antibiotic to treat MRSA infections. Exposure of MRSA wild-type to the LspA-specific inhibitors globomycin and myxovirescin A1 induced a lspA mutant phenotype with regard to hGIIA and daptomycin killing. Analysis of >26,000 S. aureus genomes showed that LspA is highly sequence-conserved, suggesting that LspA inhibition could be applied universally. The role of LspA in hGIIA resistance was not restricted to MRSA since Streptococcus mutans and Enterococcus faecalis were also more hGIIA-susceptible after lspA deletion or LspA inhibition, respectively. Overall, our data suggest that pharmacological blocking of LspA may disarm Gram-positive pathogens, including MRSA, to enhance clearance by innate host defense molecules and clinically-applied antibiotics.

Abstract Bacterial cell division is driven by a tubulin homolog FtsZ, which assembles into the Z-ring structure leading to the recruitment of the cell division machinery. In ovoid-shaped Gram-positive bacteria, such as streptococci, MapZ guides Z-ring positioning at cell equators through an, as yet, unknown mechanism. The cell wall of the important dental pathogen Streptococcus mutans is composed of peptidoglycan decorated with Serotype c Carbohydrates (SCCs). Here, we show that an immature form of SCC, lacking the recently identified glycerol phosphate (GroP) modification, coordinates Z-ring positioning. Pulldown assays using S. mutans cell wall combined with binding affinity analysis identified the major cell separation autolysin, AtlA, as an SCC binding protein. Importantly, AtlA binding to mature SCC is attenuated due to GroP modification. Using fluorescently-labeled AtlA, we mapped SCC distribution on the streptococcal surface to reveal that GroP-deficient immature SCCs are exclusively present at the cell poles and equators. Moreover, the equatorial GroP-deficient SCCs co-localize with MapZ throughout the S. mutans cell cycle. Consequently, in GroP-deficient mutant bacteria, proper AtlA localization is abrogated resulting in dysregulated cellular autolysis. In addition, these mutants display morphological abnormalities associated with MapZ mislocalization leading to Z-ring misplacement. Altogether, our data support a model in which GroP-deficient immature SCCs spatially coordinate the localization of AtlA and MapZ. This mechanism ensures cell separation by AtlA at poles and Z-ring alignment with the cell equator. Graphical abstract

Abstract Infections with Gram-negative bacteria form an increasing risk for human health, which is mainly due to the increase in antibiotic resistance. The cell envelope of Gram-negative bacteria consists of an inner membrane, a peptidoglycan layer and an outer membrane, which forms an impermeable barrier to many antibiotics and antimicrobial proteins. The complement system is an important factor of the human immune system that can efficiently kill Gram-negative bacteria via the formation of large pores in the bacterial outer membrane, called Membrane Attack Complexes (MACs). To better understand how these MAC pores damage the complex cell envelope of Gram-negative bacteria, we recently developed a fluorescent reporter system to study membrane damage in E. coli . Here, we used a similar experimental setup in combination with flow cytometry, confocal microscopy and conventional plating assays to elucidate how different components of the immune system act synergistically to effectively clear invading bacteria. We demonstrate how MAC-dependent outer membrane damage enhances the susceptibility of E. coli to further degradation of the cell envelope by lysozyme, leading to drastic changes in the morphology of these bacteria. Furthermore, we elucidate that the MAC enhances the susceptibility of E. coli to phospholipases, and to degradation and killing inside human neutrophils. Altogether, this study provides a detailed overview on how different players of the human immune system work closely together to degrade the complex cell envelope of Gram-negative bacteria. This knowledge may facilitate the development of new antimicrobials that could stimulate, or work synergistically with the immune system.

Biosynthesis of the nucleotide sugar precursor dTDP-L-rhamnose is critical for the viability and virulence of many human pathogenic bacteria, including Streptococcus pyogenes (Group A Streptococcus; GAS) and Streptococcus mutans. Those pathogens require dTDP-L-rhamnose for the production of structurally similar rhamnose polysaccharides in their cell wall. Via heterologous expression in S. mutans, we confirm that GAS RmlB and RmlC are critical for dTDP-L-rhamnose biosynthesis through their action as dTDP-glucose-4,6-dehydratase and dTDP-4-keto-6-deoxyglucose-3,5-epimerase enzymes, respectively. Complementation with GAS RmlB and RmlC containing specific point mutations corroborated the conservation of previous identified catalytic residues in these enzymes. Bio-layer interferometry was used to identify and confirm inhibitory lead compounds that bind to GAS dTDP-rhamnose biosynthesis enzymes RmlB, RmlC and GacA. One of the identified compounds, Ri03, inhibited growth of GAS as well as several other rhamnose-dependent streptococcal pathogens with an MIC50 of 120-410 μM. We therefore conclude that inhibition of dTDP-L-rhamnose biosynthesis such as Ri03 affect streptococcal viability and can serve as a lead compound for the development of a new class of antibiotics that targets dTDP-rhamnose biosynthesis in pathogenic bacteria.

Cell wall glycopolymers on the surface of Gram-positive bacteria are fundamental to bacterial physiology and infection biology. These structures have also gained interest as vaccine antigens, in particular for the human pathogens Group A Streptococcus (GAS) and Streptococcus mutans. Streptococcal cell wall glycopolymers are considered to be functional homologues of wall teichoic acids but surprisingly lack the biologically-relevant and characteristic anionic charge. Here we identify gacH, a gene of unknown function in the GAS Group A Carbohydrate (GAC) biosynthetic cluster, in two independent transposon library screens for its ability to confer resistance to zinc and susceptibility to the bactericidal enzyme human group IIA secreted phospholipase A2. To understand the underlying mechanism of these phenotypes, we determined the structure of the extracellular domain of GacH and discover that it represents a new family of glycerol phosphate (GroP) transferases. Importantly, we demonstrate the presence of GroP in both the GAC and the homologous Serotype c Carbohydrate (SCC) from S. mutans, which is conferred by gacH and sccH products, respectively. NMR analysis of GAC released from cell wall by non-destructive methods reveals that approximately 30% of the GAC GlcNAc side-chains are modified by GroP at the C6 hydroxyl group. This previously unrecognized structural modification impacts host-pathogen interaction and has implications for vaccine design.

In many Lactobacillales species (i.e. lactic acid bacteria), peptidoglycan is decorated by polyrhamnose polysaccharides that are critical for cell envelope integrity and cell shape and also represent key antigenic determinants. Despite the biological importance of these polysaccharides, their biosynthetic pathways have received limited attention. The important human pathogen, Streptococcus pyogenes, synthesizes a key antigenic surface polymer-the Lancefield group A carbohydrate (GAC). GAC is covalently attached to peptidoglycan and consists of a polyrhamnose polymer, with N-acetylglucosamine (GlcNAc) side chains, which is an essential virulence determinant. The molecular details of the mechanism of polyrhamnose modification with GlcNAc are currently unknown. In this report, using molecular genetics, analytical chemistry and mass spectrometry analysis, we demonstrated that GAC biosynthesis requires two distinct undecaprenol-linked GlcNAc-lipid intermediates: GlcNAc-pyrophosphoryl-undecaprenol (GlcNAc-P-P-Und) produced by the GlcNAc-phosphate transferase GacO and GlcNAc-phosphate-undecaprenol (GlcNAc-P-Und) produced by the glycosyltransferase GacI. Further investigations revealed that the GAC polyrhamnose backbone is assembled on GlcNAc-P-P-Und. Our results also suggested that a GT-C glycosyltranferase, GacL, transfers GlcNAc from GlcNAc-P-Und to polyrhamnose. Moreover, GacJ, a small membrane-associated protein, formed a complex with GacI and significantly stimulated its catalytic activity. Of note, we observed that GacI homologs perform a similar function in Streptococcus agalactiae and Enterococcus faecalis. In conclusion, the elucidation of GAC biosynthesis in S. pyogenes reported here enhances our understanding of how other Gram-positive bacteria produce essential components of their cell wall.

Human innate immunity employs cellular and humoral mechanisms to facilitate rapid killing of invading bacteria. The direct killing of bacteria by human serum is mainly attributed to the activity of the complement system that forms pores in Gram-negative bacteria. Although Gram-positive bacteria are considered resistant to serum killing, we here uncover that normal human serum effectively kills Enterococcus faecium. Comparison of a well-characterized collection of commensal and clinical E. faecium isolates revealed that human serum specifically kills commensal E. faecium strains isolated from normal gut microbiota, but not clinical isolates. Inhibitor studies show that the human group IIA secreted phospholipase A2 (hGIIA), but not complement, is responsible for killing of commensal E. faecium strains in human normal serum. This is remarkable since hGIIA concentrations in non-inflamed serum were considered too low to be bactericidal against Gram-positive bacteria. Mechanistic studies showed that serum hGIIA specifically causes permeabilization of commensal E. faecium membranes. Altogether, we find that a normal serum concentration of hGIIA effectively kills commensal E. faecium and that hGIIA resistance of clinical E. faecium could have contributed to the ability of these strains to become opportunistic pathogens in hospitalized patients.

Abstract Streptococcus agalactiae , also known as group B Streptococcus (GBS), is the major cause of neonatal sepsis in humans. A critical step to infection is adhesion of bacteria at mucosal surfaces. Though several GBS adhesins have been identified, the host receptor targets of these adhesins remain unknown. We report here that surface-expressed β protein from GBS binds to human CEACAM1 and CEACAM5 receptors. A crystal structure of the complex showed that the IgSF domain in β represents a novel Ig-fold subtype called IgI3, in which unique features allow binding to CEACAM1. Bioinformatic assessments revealed that this newly identified IgI3 fold is not exclusively present in GBS. Instead, the IgI3 fold is predicted to be present in adhesins from other clinically important human pathogens. We confirmed the interaction between CEACAM1 and the predicted IgI3-containing adhesin in two different streptococcal pathogens. Overall, our results indicate that the IgI3 fold could provide a broadly applied mechanism for bacteria to target CEACAMs.

Abstract Staphylococcus aureus is a major human pathogen but the immune factors that protect against it remain elusive. In particular, high opsonic IgG titers achieved in preclinical S. aureus animal immunization studies have consistently failed to translate to protection in human clinical trials. Here, we investigated the antibody responses to a conserved surface glycan, Wall Teichoic Acid (WTA). IgM and IgG antibodies specific to WTA were universally present in plasma from healthy individuals. Functionally, WTA-specific IgM outperformed IgG in opsonophagocytic killing of S. aureus and conferred passive protection against S. aureus infection in vivo . In the clinical setting, WTA-specific IgM responses, but not IgG responses, were significantly lower in S. aureus bacteremia patients compared to healthy individuals, correlated with mortality risk and showed impaired bacterial opsonization. Our findings can guide risk stratification of hospitalized patients and inform future design of antibody-based therapies and vaccines against serious S. aureus infection.