OXIDATIVE STRESS . . . . . . . . . . . . . .. . . . . .... . . . . .. . . . . .. . . . ... .. . . . . .... . . .. .. . . . . . ... . 84 RESPONSE OF SOD TO ENVIRONMENTAL STRESS . . . . . . . . . . . . . . . .. . . . .... . . .... . . . . . . 87 Photoinhibition . . . . . . . . . . .. . ... . . .. . . . .. . . . . ..... . . . ... ... ,' ... . ,., . . . . .. . ,'.' . . ,' . . . . ., 87 Paraquat and Other Herbicides . . .. . . .... ..... . . . . ... . . . .. . . . . . . . . . . . . ,.. 91 Atmospheric Pollutants . . .... .... .... . . .... ' 94 Waterlogging and Drought .. . . ... . . . . . . .. . . . . . . . . . . .. . . .. . . . ... , . . 97 The Defense Response to Pathogens . ... . . . . ... .... ...... ,. .... . 98 The Phenomenon of Cross-Tolerance . . . .. . . . . ...... . . . . . . . . . . .... .. . . . . . . . .. .. 101 The Mechanism of SOD Regulation ........ ...... 102 GENETIC ENGINEERING OF SOD IN PLANTS .. ' ...... ' . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . .. . . . .... ' 104 Cu/ZnSOD and MnSOD Overexpression . . . . . .. . . . . . . . . . . . .. . . . . . .. . . . . . .... . . . . .. . . ,.... . . 105 Prospects for Stress Tolerance through Genetic Engineering of SOD . . . . ,,, .. . . . . . . . 106

Culture conditions were developed that induce Arabidopsis thaliana (L.) Heynh. root cuttings to regenerate shoots rapidly and at 100% efficiency. The shoots produce viable seeds in vitro or after rooting in soil. A transformation procedure for Arabidopsis root explants based on kanamycin selection was established. By using this regeneration procedure and an Agrobacterium tumor-inducing Ti plasmid carrying a chimeric neomycin phosphotransferase II gene (neo), transformed seed-producing plants were obtained with an efficiency between 20% and 80% within 3 months after gene transfer. F(1) seedlings of these transformants showed Mendelian segregation of the kanamycin-resistance trait. The transformation method could be applied to three different Arabidopsis ecotypes. In addition to the neo gene, a chimeric bar gene conferring resistance to the herbicide Basta was introduced into Arabidopsis. The expression of the bar gene was shown by enzymatic assay.

Humans are unable to synthesise L-ascorbic acid (L-AA, ascorbate, vitamin C), and are thus entirely dependent upon dietary sources to meet needs. In both plant and animal metabolism, the biological functions of L-ascorbic acid are centred around the antioxidant properties of this molecule. Considerable evidence has been accruing in the last two decades of the importance of L-AA in protecting not only the plant from oxidative stress, but also mammals from various chronic diseases that have their origins in oxidative stress. Evidence suggests that the plasma levels of L-AA in large sections of the population are sub-optimal for the health protective effects of this vitamin. Until quite recently, little focus has been given to improving the L-AA content of plant foods, either in terms of the amounts present in commercial crop varieties, or in minimising losses prior to ingestion. Further, while L-AA biosynthesis in animals was elucidated in the 1960s,1 it is only very recently that a distinct biosynthetic route for plants has been proposed.2 The characterisation of this new pathway will undoubtedly provide the necessary focus and impetus to enable fundamental questions on plant L-AA metabolism to be resolved. This review focuses on the role of L-AA in metabolism and the latest studies regarding its biosynthesis, tissue compartmentalisation, turnover and catabolism. These inter-relationships are considered in relation to the potential to improve the L-AA content of crops. Methodology for the reliable analysis of L-AA in plant foods is briefly reviewed. The concentrations found in common food sources and the effects of processing, or storage prior to consumption are discussed. Finally the factors that determine the bioavailability of L-AA and how it may be improved are considered, as well as the most important future research needs. © 2000 Society of Chemical Industry

The Gram-positive bacterium Bacillus thuringiensis produces proteins which are specifically toxic to a variety of insect species. Modified genes have been derived from bt2, a toxin gene cloned from one Bacillus strain. Transgenic tobacco plants expressing these genes synthesize insecticidal proteins which protect them from feeding damage by larvae of the tobacco hornworm.

Recent analysis of complete eukaryotic genome sequences has revealed that gene duplication has been rampant. Moreover, next to a continuous mode of gene duplication, in many eukaryotic organisms the complete genome has been duplicated in their evolutionary past. Such large-scale gene duplication events have been associated with important evolutionary transitions or major leaps in development and adaptive radiations of species. Here, we present an evolutionary model that simulates the duplication dynamics of genes, considering genome-wide duplication events and a continuous mode of gene duplication. Modeling the evolution of the different functional categories of genes assesses the importance of different duplication events for gene families involved in specific functions or processes. By applying our model to the Arabidopsis genome, for which there is compelling evidence for three whole-genome duplications, we show that gene loss is strikingly different for large-scale and small-scale duplication events and highly biased toward certain functional classes. We provide evidence that some categories of genes were almost exclusively expanded through large-scale gene duplication events. In particular, we show that the three whole-genome duplications in Arabidopsis have been directly responsible for >90% of the increase in transcription factors, signal transducers, and developmental genes in the last 350 million years. Our evolutionary model is widely applicable and can be used to evaluate different assumptions regarding small- or large-scale gene duplication events in eukaryotic genomes.

Phosphinothricin (PPT) is a potent inhibitor of glutamine synthetase in plants and is used as a non-selective herbicide. The bar gene which confers resistance in Streptomyces hygroscopicus to bialaphos, a tripeptide containing PPT, encodes a phosphinothricin acetyltransferase (PAT) (see accompanying paper). The bar gene was placed under control of the 35S promoter of the cauliflower mosaic virus and transferred to plant cells using Agrobacterium-mediated transformation. PAT was used as a selectable marker in protoplast co-cultivation. The chimeric bar gene was expressed in tobacco, potato and tomato plants. Transgenic plants showed complete resistance towards high doses of the commercial formulations of phosphinothricin and bialaphos. These data present a successful approach to obtain herbicide-resistant plants by detoxification of the herbicide.

Journal Article Efficient octopine Ti plasmid-derived vectors for Agrobacterium-mediated gene transfer to plants Get access R. Deblaere, R. Deblaere Laboratorium voor Genetische Virologie, Vrije Universiteit BrusselB-1640 St.-Genesius-Rode, Belgium Search for other works by this author on: Oxford Academic PubMed Google Scholar B. Bytebier, B. Bytebier Laboratorium voor Genetische Virologie, Vrije Universiteit BrusselB-1640 St.-Genesius-Rode, Belgium Search for other works by this author on: Oxford Academic PubMed Google Scholar H. De Greve, H. De Greve Laboratorium voor Genetische Virologie, Vrije Universiteit BrusselB-1640 St.-Genesius-Rode, Belgium Search for other works by this author on: Oxford Academic PubMed Google Scholar F. Deboeck, F. Deboeck Laboratorium voor Genetische Virologie, Vrije Universiteit BrusselB-1640 St.-Genesius-Rode, Belgium Search for other works by this author on: Oxford Academic PubMed Google Scholar J. Schell, J. Schell Laboratorium voor Genetische Virologie, Vrije Universiteit BrusselB-1640 St.-Genesius-Rode, Belgium Search for other works by this author on: Oxford Academic PubMed Google Scholar M. Van Montagu, M. Van Montagu Laboratorium voor Genetische Virologie, Vrije Universiteit BrusselB-1640 St.-Genesius-Rode, Belgium Search for other works by this author on: Oxford Academic PubMed Google Scholar J. Leemans J. Leemans Laboratorium voor Genetische Virologie, Vrije Universiteit BrusselB-1640 St.-Genesius-Rode, Belgium Search for other works by this author on: Oxford Academic PubMed Google Scholar Nucleic Acids Research, Volume 13, Issue 13, 11 July 1985, Pages 4777–4788, https://doi.org/10.1093/nar/13.13.4777 Published: 11 July 1985 Article history Received: 28 March 1985 Revision received: 14 June 1985 Accepted: 14 June 1985 Published: 11 July 1985

An efficient and reproducible Agrobacterium-mediated transient gene expression system for intact leaf tissue was developed. A high level of transient expression was observed when bacteria, which were pretreated in vir gene-inducing conditions, were infiltrated into complete leaf tissue. Histochemical β-glucuronidase assays showed large transgene-expressing sectors comprising of up to 90% of the leaf area. As a consequence of infiltration, the induced bacteria entered into the intercellular spaces, thus cnabling T-DNA transfer in all cell layers of the leaf. The protocol was optimized for Phascolus vulgaris leaves, but similar results were obtained with other plant species, such as Phaseolus acutifolius, poplar, and tobacco. A β-glucuronidase chimeric gene interrupted by an intron was used as a marker for histological detection of the sectors.

APETALA2 ( AP2 ) plays an important role in the control of Arabidopsis flower and seed development and encodes a putative transcription factor that is distinguished by a novel DNA binding motif referred to as the AP2 domain. In this study we show that the AP2 domain containing or RAP2 (related to AP2) family of proteins is encoded by a minimum of 12 genes in Arabidopsis . The RAP2 genes encode two classes of proteins, AP2-like and EREBP-like, that are defined by the number of AP2 domains in each polypeptide as well as by two sequence motifs referred to as the YRG and RAYD elements that are located within each AP2 domain. RAP2 genes are differentially expressed in flower, leaf, inflorescence stem, and root. Moreover, the expression of at least three RAP2 genes in vegetative tissues are controlled by AP2 . Thus, unlike other floral homeotic genes, AP2 is active during both reproductive and vegetative development.