Abstract Optimum protein function and biochemical activity critically depends on water availability because solvent thermodynamics drive protein folding and macromolecular interactions 1 . Reciprocally, macromolecules restrict the movement of ‘structured’ water molecules within their hydration layers, reducing the available ‘free’ bulk solvent and therefore the total thermodynamic potential energy of water, or water potential. Here, within concentrated macromolecular solutions such as the cytosol, we found that modest changes in temperature greatly affect the water potential, and are counteracted by opposing changes in osmotic strength. This duality of temperature and osmotic strength enables simple manipulations of solvent thermodynamics to prevent cell death after extreme cold or heat shock. Physiologically, cells must sustain their activity against fluctuating temperature, pressure and osmotic strength, which impact water availability within seconds. Yet, established mechanisms of water homeostasis act over much slower timescales 2,3 ; we therefore postulated the existence of a rapid compensatory response. We find that this function is performed by water potential-driven changes in macromolecular assembly, particularly biomolecular condensation of intrinsically disordered proteins. The formation and dissolution of biomolecular condensates liberates and captures free water, respectively, quickly counteracting thermal or osmotic perturbations of water potential, which is consequently robustly buffered in the cytoplasm. Our results indicate that biomolecular condensation constitutes an intrinsic biophysical feedback response that rapidly compensates for intracellular osmotic and thermal fluctuations. We suggest that preserving water availability within the concentrated cytosol is an overlooked evolutionary driver of protein (dis)order and function.

Summary Protein filaments are used in myriads of ways to organise other molecules in space and time within cells. Some filament-forming proteins couple the hydrolysis of nucleotides to their polymerisation cycle, thus powering the directed movement of other molecules. These filaments are termed cytomotive. Only members of the actin and tubulin protein superfamilies are known to form cytomotive filaments. We sought to examine the basis of cytomotivity via structural studies of the polymerisation cycles of actin and tubulin homologues from across the tree of life. We analysed published data and performed new structural experiments designed to disentangle functional components of these complex filament systems. In sum, our analysis demonstrates the existence of shared subunit polymerisation switches amongst both cytomotive actins and tubulins, i.e. the conformation of subunits switches upon assembly into filaments. Such cytomotive switches explain filament robustness, by enabling the coupling of kinetic and structural polarities required for useful cytomotive behaviours, and by ensuring that single cytomotive filaments do not fall apart.

Summary The TRAPP complexes are highly conserved nucleotide exchange factors, with TRAPPIII activating Rab1 and TRAPPII acting primarily on Rab11. The two complexes share a core of small subunits that affect nucleotide exchange, but are distinguished by additional large subunits that are essential for activity in vivo, and are mutated in a range of human disorders. Crystal structures of the core subunits have revealed the mechanism of Rab activation, but how and why the large subunits associate with the core remains unclear. We report here a cryo-EM structure of the entire TRAPPIII complex from Drosophila . The TRAPPIII-specific subunits TRAPPC8 and TRAPPC11 hold the catalytic core like a pair of tongs, with TRAPPC12 and TRAPPC13 positioned at the joint between them. TRAPPC2 and TRAPPC2L link the core to the two large arms, with the interfaces containing residues affected by disease-causing mutations. The TRAPPC8 arm is positioned such that it would contact bound Rab1, indicating how the arms could alter the Rab specificity of the core. A lower resolution structure of TRAPPII shows a similar architecture, and suggests that the TRAPP complexes evolved from a single ur-TRAPP.

Abstract During morphogenesis, large scale changes of tissue primordia occur that are all coordinated across an embryo. In Drosophila , several tissue primordia and embryonic regions are bordered or encircled by supracellular actomyosin cables, junctional actomyosin enrichments networked between many neighbouring cells. We show that the single Drosophila Alp/Enigma family protein Zasp52, which is most prominently found in Z-discs of muscles, is a component of many supracellular actomyosin structures during embryogenesis, including the ventral midline and the boundary of the salivary gland placode. Zasp52, we uncover, contains within its central coiled-coil region a type of actin-binding motif usually found in CapZbeta proteins, and this domain displays actin binding activity. Using endogenously-tagged lines we identify that Zasp52 interacts with a subset of junctional components, including APC2, Polychaetoid/ZO-1, and Sidekick, as well as actomyosin regulators. Analysis of zasp52 mutant embryos revealed that the severity of the embryonic defects observed scales inversely with the amount of functional protein left. Large tissue deformations occur at sites where actomyosin cables are found during embryogenesis, suggesting a model whereby supracellular cables containing Zasp52 aid to insulate morphogenetic changes from one another. This is further supported by the analysis of in vivo processes as well as by an in silico vertex model of morphogenetic domains separated by a stiffness boundary.

The diverse roles of the dynein motor in shaping microtubule networks and cargo transport complicate in vivo analysis of its functions significantly. To address this issue, we have generated a series of missense mutations in Drosophila Dynein heavy chain. We show that mutations associated with human neurological disease cause a range of defects, including impaired cargo trafficking in neurons. We also describe a novel microtubule-binding domain mutation that specifically blocks the metaphase-anaphase transition during mitosis in the embryo. This effect is independent from dynein's canonical role in silencing the spindle assembly checkpoint. Optical trapping of purified dynein complexes reveals that this mutation only compromises motor performance under load, a finding rationalized by the results of all-atom molecular dynamics simulations. We propose that dynein has a novel function in anaphase progression that depends on it operating in a specific load regime. More broadly, our work illustrates how in vivo functions of motors can be dissected by manipulating their mechanical properties.

ABSTRACT The cytoplasmic dynein-1 (dynein) motor organizes cells by shaping microtubule networks and moving a large variety of cargoes along them. However, dynein’s diverse roles complicate in vivo studies of its functions significantly. To address this issue, we have used gene editing to generate a series of missense mutations in Drosophila Dynein heavy chain (Dhc). We find that mutations associated with human neurological disease cause a range of defects in larval and adult flies, including impaired cargo trafficking in neurons. We also describe a novel mutation in the microtubule-binding domain (MTBD) of Dhc that, remarkably, causes metaphase arrest of mitotic spindles in the embryo but does not impair other dynein-dependent processes. We demonstrate that the mitotic arrest is independent of dynein’s well-established roles in silencing the spindle assembly checkpoint. In vitro reconstitution and optical trapping assays reveal that the mutation only impairs the performance of dynein under load. In silico all-atom molecular dynamics simulations show that this effect correlates with increased flexibility of the MTBD, as well as an altered orientation of the stalk domain, with respect to the microtubule. Collectively, our data point to a novel role of dynein in anaphase progression that depends on the motor operating in a specific load regime. More broadly, our work illustrates how cytoskeletal transport processes can be dissected in vivo by manipulating mechanical properties of motors.

Elongator is a tRNA-modifying complex that regulates the fidelity of protein translation. Recently, a moonlighting function of Elongator has been identified in regulating polarization of the microtubule cytoskeleton during asymmetric cell division. Elongator induces symmetry breaking of the anaphase midzone by selectively stabilizing microtubules on one side of the spindle. This polarizes the segregation of signalling endosomes containing cell-fate determinants to only one daughter cell, thus contributing to cell fate determination. Here, we unravelled the molecular mechanism by which Elongator controls microtubule dynamics. Elongator binds simultaneously to the tip of microtubules and also to free GTP-tubulin heterodimers via their C-terminal tails. Elongator thereby locally increases tubulin concentration at microtubule ends, which stabilizes microtubules by increasing their growth speed and decreasing their catastrophe rate. We show that the Elp123 and Elp456 subcomplexes bind to microtubules and free tubulin heterodimers, respectively, and that these activities must be coupled for Elongator to stabilize microtubules. Surprisingly, we found that Elp456 has strong selectivity towards polyglutamylated tubulin dimers. Hence, microtubules assembled by Elongator become selectively enriched with polyglutamylated tubulin. Therefore, Elongator can rewrite the tubulin code of growing microtubules, placing it at the core of cytoskeletal dynamics and polarization during asymmetric cell division.

Abstract Myosin VI (Myo6) is the only minus-end directed nanomotor on actin, allowing it to uniquely contribute to numerous cellular functions. As for other nanomotors, proper functioning of Myo6 relies on precise spatio-temporal control of motor activity via a poorly defined off-state and interactions with partners. Our structural, functional, and cellular studies reveal key features of myosin regulation and indicate that not all partners can activate Myo6. TOM1 and Dab2 cannot bind the off-state while, GIPC1 binds Myo6, releases its auto-inhibition and triggers proximal dimerization. Myo6 partners thus differentially recruit Myo6. We solved a crystal structure of the proximal dimerization domain, and show that its disruption compromises endocytosis in HeLa cells, emphasizing the importance of Myo6 dimerization. Finally, we show that the L926Q deafness mutation disrupts Myo6 auto-inhibition and indirectly impairs proximal dimerization. Our study thus demonstrates the importance of partners in the control of Myo6 auto-inhibition, localization, and activation.

SUMMARY The Commander complex is required for endosomal recycling of diverse transmembrane cargos and is mutated in Ritscher-Schinzel syndrome. It comprises two subassemblies; Retriever composed of VPS35L, VPS26C and VPS29, and the CCC complex which contains ten subunits COMMD1-COMMD10 and two coiled-coil domain-containing (CCDC) proteins CCDC22 and CCDC93. Combining X-ray crystallography, electron cryomicroscopy and in silico predictions we have assembled a complete structural model of Commander. Retriever is distantly related to the endosomal Retromer complex but has unique features preventing the shared VPS29 subunit from interacting with Retromer-associated factors. The COMMD proteins form a distinctive hetero-decameric ring stabilised by extensive interactions with CCDC22 and CCDC93. These adopt a coiled-coil structure that connects the CCC and Retriever assemblies and recruits a sixteenth subunit, DENND10, to form the complete Commander complex. The structure allows mapping of disease-causing mutations and reveals the molecular features required for the function of this evolutionarily conserved trafficking machinery.