Staphylococcus aureus only synthesizes straight-chain or branched-chain saturated fatty acids (SCFAs or BCFAs) via the type II fatty acid synthesis (FASII) pathway, but as a highly adaptive pathogen, S. aureus can also utilize host-derived exogenous fatty acids (eFAs), including SCFAs and unsaturated fatty acids (UFAs). S. aureus secretes three lipases, Geh, sal1, and SAUSA300_0641, which could perform the function of releasing fatty acids from host lipids. Once released, the FAs are phosphorylated by the fatty acid kinase, FakA, and incorporated into the bacterial lipids. In this study, we determined the substrate specificity of S. aureus secreted lipases, the effect of human serum albumin (HSA) on eFA incorporation, and the effect of FASII inhibitor, AFN-1252, on eFA incorporation using comprehensive lipidomics. When grown with major donors of fatty acids, cholesteryl esters (CEs) and triglycerides (TGs), Geh was found to be the primary lipase responsible for hydrolyzing CEs, but other lipases could compensate for the function of Geh in hydrolyzing TGs. Lipidomics showed that eFAs were incorporated into all major S. aureus lipid classes and that fatty acid-containing HSA can serve as a source of eFAs. Furthermore, S. aureus grown with UFAs displayed decreased membrane fluidity and increased production of reactive oxygen species (ROS). Exposure to AFN-1252 enhanced UFAs in the bacterial membrane, even without a source of eFAs, indicating a FASII pathway modification. Thus, the incorporation of eFAs alters the S. aureus lipidome, membrane fluidity, and ROS formation, which could affect host-pathogen interactions and susceptibility to membrane-targeting antimicrobials.

Treatment of methicillin-resistant Staphylococcus aureus (MRSA) infections is challenging and is associated with high rates of therapeutic failure. The glycopeptide (GP) vancomycin and the lipopeptide (LP) daptomycin are still relied upon to manage invasive MRSA infections; however, resistance to these antibiotics has emerged and there is evidence of cross-resistance between them. It has been observed that the susceptibility of MRSA to beta-lactams increases as susceptibility to GPs and LPs decreases, a phenomenon termed the seesaw effect. Recent efforts to understand the mechanism underlying the seesaw effect have focused on the penicillin binding proteins (PBPs). However, while daptomycin resistance is largely mediated by remodeling of membrane lipid composition, the role of membrane lipids in producing cross-resistance and the seesaw effect has not yet been investigated. Here, we evaluate the lipid profiles, cross susceptibilities, and beta-lactam susceptibilities of a collection of isogenic MRSA strains selected against daptomycin, vancomycin or dalbavancin (a lipoglycopeptide; LGP) to assess the relationship between membrane composition, cross-resistance, and the seesaw effect. We found that modification of membrane composition occurs not only in daptomycin-selected strains, but also vancomycin- and dalbavancin-selected strains. Significantly, we observed that typically the levels of short-chain phosphatidylglycerols (PGs) negatively correlate with MICs of GP/LP/LGP and positively correlate with MIC of certain beta-lactams, the latter being dependent on the primary PBP target of the particular beta-lactam. Furthermore, changes to certain PGs with long-chain fatty acids correlate well with presence of the seesaw effect. These studies demonstrate a major association between membrane remodeling and the seesaw effect.

A tedizolid-resistant isolate of MRSA was selected by serial passage. Whole genome sequencing revealed only a single nucleotide variant in rpoB. Cross-resistance to linezolid, chloramphenicol, and quinupristin-dalfopristin was observed but susceptibility to other drugs including rifampin was unchanged. Models of the RNA-polymerase-ribosomal complex revealed that the mutated residue was unlikely to interact directly with the oxazolidinone binding site. This is the first time that rpoB mutation has been associated with resistance to the PhLOPSa antimicrobials.