Patterns of gene expression can be used to characterize and classify neuronal types. It is challenging, however, to generate taxonomies that fulfill the essential criteria of being comprehensive, harmonizing with conventional classification schemes, and lacking superfluous subdivisions of genuine types. To address these challenges, we used massively parallel single-cell RNA profiling and optimized computational methods on a heterogeneous class of neurons, mouse retinal bipolar cells (BCs). From a population of ∼25,000 BCs, we derived a molecular classification that identified 15 types, including all types observed previously and two novel types, one of which has a non-canonical morphology and position. We validated the classification scheme and identified dozens of novel markers using methods that match molecular expression to cell morphology. This work provides a systematic methodology for achieving comprehensive molecular classification of neurons, identifies novel neuronal types, and uncovers transcriptional differences that distinguish types within a class.

Spatial mapping of proteins in tissues is hindered by limitations in multiplexing, sensitivity and throughput. Here we report immunostaining with signal amplification by exchange reaction (Immuno-SABER), which achieves highly multiplexed signal amplification via DNA-barcoded antibodies and orthogonal DNA concatemers generated by primer exchange reaction (PER). SABER offers independently programmable signal amplification without in situ enzymatic reactions, and intrinsic scalability to rapidly amplify and visualize a large number of targets when combined with fast exchange cycles of fluorescent imager strands. We demonstrate 5- to 180-fold signal amplification in diverse samples (cultured cells, cryosections, formalin-fixed paraffin-embedded sections and whole-mount tissues), as well as simultaneous signal amplification for ten different proteins using standard equipment and workflows. We also combined SABER with expansion microscopy to enable rapid, multiplexed super-resolution tissue imaging. Immuno-SABER presents an effective and accessible platform for multiplexed and amplified imaging of proteins with high sensitivity and throughput. A DNA-based amplification scheme enables highly multiplexed immunofluorescence imaging

Fluorescence in situ hybridization (FISH) reveals the abundance and positioning of nucleic acid sequences in fixed samples. Despite recent advances in multiplexed amplification of FISH signals, it remains challenging to achieve high levels of simultaneous amplification and sequential detection with high sampling efficiency and simple workflows. Here we introduce signal amplification by exchange reaction (SABER), which endows oligonucleotide-based FISH probes with long, single-stranded DNA concatemers that aggregate a multitude of short complementary fluorescent imager strands. We show that SABER amplified RNA and DNA FISH signals (5- to 450-fold) in fixed cells and tissues. We also applied 17 orthogonal amplifiers against chromosomal targets simultaneously and detected mRNAs with high efficiency. We then used 10-plex SABER-FISH to identify in vivo introduced enhancers with cell-type-specific activity in the mouse retina. SABER represents a simple and versatile molecular toolkit for rapid and cost-effective multiplexed imaging of nucleic acid targets.

To decipher the molecular mechanisms of biological function, it is critical to map the molecular composition of individual cells or even more importantly tissue samples in the context of their biological environment in situ. Immunofluorescence (IF) provides specific labeling for molecular profiling. However, conventional IF methods have finite multiplexing capabilities due to spectral overlap of the fluorophores. Various sequential imaging methods have been developed to circumvent this spectral limit but are not widely adopted due to the common limitation of requiring multirounds of slow (typically over 2 h at room temperature to overnight at 4 °C in practice) immunostaining. We present here a practical and robust method, which we call DNA Exchange Imaging (DEI), for rapid in situ spectrally unlimited multiplexing. This technique overcomes speed restrictions by allowing for single-round immunostaining with DNA-barcoded antibodies, followed by rapid (less than 10 min) buffer exchange of fluorophore-bearing DNA imager strands. The programmability of DEI allows us to apply it to diverse microscopy platforms (with Exchange Confocal, Exchange-SIM, Exchange-STED, and Exchange-PAINT demonstrated here) at multiple desired resolution scales (from ∼300 nm down to sub-20 nm). We optimized and validated the use of DEI in complex biological samples, including primary neuron cultures and tissue sections. These results collectively suggest DNA exchange as a versatile, practical platform for rapid, highly multiplexed in situ imaging, potentially enabling new applications ranging from basic science, to drug discovery, and to clinical pathology.

There are many transgenic GFP reporter lines that allow the visualization of specific populations of cells. Using such lines for functional studies requires a method that transforms GFP into a molecule that enables genetic manipulation. We developed a method that exploits GFP for gene manipulation, Cre recombinase dependent on GFP (CRE-DOG), a split component system that uses GFP and its derivatives to directly induce Cre/loxP recombination. Using plasmid electroporation and AAV viral vectors, we delivered CRE-DOG to multiple GFP mouse lines, which led to effective recombination selectively in GFP-labeled cells. Furthermore, CRE-DOG enabled optogenetic control of these neurons. Beyond providing a new set of tools for manipulation of gene expression selectively in GFP(+) cells, we found that GFP can be used to reconstitute the activity of a protein not known to have a modular structure, suggesting that this strategy might be applicable to a wide range of proteins.

Abstract Sexually reproducing animals segregate their germline from their soma. In addition to gamete-producing gonads, planarian and parasitic flatworm reproduction relies on yolk-cell-generating accessory reproductive organs (vitellaria) supporting development of yolkless oocytes. Despite the importance of vitellaria for flatworm reproduction (and parasite transmission), little is known about this unique evolutionary innovation. Here we examine reproductive system development in the planarian Schmidtea mediterranea, in which pluripotent stem cells generate both somatic and germ cell lineages. We show that a homolog of the pluripotency factor Klf4 is expressed in primordial germ cells, presumptive germline stem cells, and yolk-cell progenitors. klf4 knockdown animals fail to specify or maintain germ cells; surprisingly, they also fail to maintain yolk cells. We find that yolk cells display germ-cell-like attributes and that vitellaria are structurally analogous to gonads. In addition to identifying a new proliferative cell population in planarians (yolk cell progenitors) and defining its niche, our work provides evidence supporting the hypothesis that flatworm germ cells and yolk cells share a common evolutionary origin.

Abstract How do neuronal subtypes emerge during development? Recent molecular studies have expanded our knowledge of existing neuronal diversity. However, the genesis of neuronal subtypes remains elusive and previous studies have been limited by a lack of quantitative methods for simultaneous detection of subtype diversity in situ . The bipolar interneurons of the mammalian retina represent a diverse neuronal class, characterized by distinct functions, morphologies, and recently discovered transcriptional profiles. Here, we developed a comprehensive spatiotemporal map of bipolar subtype genesis in the retina. Combining multiplexed detection of 16 RNA markers with timed delivery of EdU and BrdU, we analyzed more than 30,000 single cells in full retinal sections to classify all bipolar subtypes and their birthdates. We found that bipolar subtype birthdates are ordered and follow a centrifugal developmental axis. Spatial analysis revealed a striking oscillatory wave pattern of bipolar subtype birthdates, and lineage analyses suggest clonal restriction on homotypic subtype production. These results inspired a hierarchical model of neuronal subtype genesis in the mammalian retina, with the wave pattern of subtype birthdates arising from early asymmetric cell divisions among founding retinal progenitor cells. Our results provide an outline of the developmental logic that generates diverse neuronal subtypes, and establishes a framework for studying subtype diversification.

Probing the molecular organization of tissues requires in situ analysis by microscopy. However current limitations in multiplexing, sensitivity, and throughput collectively constitute a major barrier for comprehensive single-cell profiling of proteins. Here, we report Immunostaining with Signal Amplification By Exchange Reaction (Immuno-SABER), a rapid, highly multiplexed signal amplification method that simultaneously tackles these key challenges. Immuno-SABER utilizes DNA-barcoded antibodies and provides a method for highly multiplexed signal amplification via modular orthogonal DNA concatemers generated by Primer Exchange Reaction. This approach offers the capability to preprogram and control the amplification level independently for multiple targets without in situ enzymatic reactions, and the intrinsic scalability to rapidly amplify and image a large number of protein targets. We validated our approach in diverse sample types including cultured cells, cryosections, FFPE sections, and whole mount tissues. We demonstrated independently tunable 5-180-fold amplification for multiple targets, covering the full signal range conventionally achieved by secondary antibodies to tyramide signal amplification, as well as simultaneous signal amplification for 10 different proteins using standard equipment and workflow. We further combined Immuno-SABER with Expansion Microscopy to enable rapid and highly multiplexed super-resolution tissue imaging. Overall, Immuno-SABER presents an effective and accessible platform for rapid, multiplexed imaging of proteins across scales with high sensitivity.

Fluorescent in situ hybridization (FISH) reveals the abundance and positioning of nucleic acid sequences in fixed samples and can be combined with cell segmentation to produce a powerful single cell gene expression assay. However, it remains difficult to label more than a few targets and to visualize nucleic acids in environments such as thick tissue samples using conventional FISH technologies. Recently, methods have been developed for multiplexed amplification of FISH signals, yet it remains challenging to achieve high levels of simultaneous multiplexing combined with high sampling efficiency and simple workflows. Here, we introduce signal amplification by exchange reaction (SABER), which endows oligo-based FISH probes with long, single-stranded DNA concatemers that serve as targets for sensitive fluorescent detection. We establish that SABER effectively amplifies the signal of probes targeting nucleic acids in fixed cells and tissues, can be deployed against at least 17 targets simultaneously, and detects mRNAs with high efficiency. As a demonstration of the utility of SABER in assays involving genetic manipulations, we apply multiplexed FISH of reporters and cell type markers to the identification of enhancers with cell type-specific activity in the mouse retina. SABER represents a simple and versatile molecular toolkit to allow rapid and cost effective multiplexed imaging.

Recent transcriptional profiling technologies are uncovering previously-undefined cell populations and molecular markers at an unprecedented pace. While single cell RNA (scRNA) sequencing is an attractive approach for unbiased transcriptional profiling of all cell types, a complementary method to isolate and sequence specific cell populations from heterogeneous tissue remains challenging. Here, we developed Probe-Seq, which allows deep transcriptional profiling of specific cell types isolated using RNA as the defining feature. Dissociated cells are labelled using fluorescent in situ hybridization (FISH) for RNA, and then isolated by fluorescent activated cell sorting (FACS). We used Probe-Seq to purify and profile specific cell types from mouse, human, and chick retinas, as well as the Drosophila midgut. Probe-Seq is compatible with frozen nuclei, making cell types within archival tissue immediately accessible. As it can be multiplexed, combinations of markers can be used to create specificity. Multiplexing also allows for the isolation of multiple cell types from one cell preparation. Probe-Seq should enable RNA profiling of specific cell types from any organism.