Homology Directed Repair (HDR)-based genome editing is an approach that could permanently correct a broad range of genetic diseases. However, its utility is limited by inefficient and imprecise DNA repair mechanisms in terminally differentiated tissues. Here, we tested "Repair Drive", a novel method for improving targeted gene insertion in the liver by selectively expanding correctly repaired hepatocytes in vivo. Our system consists of transient conditioning of the liver by knocking down an essential gene, and delivery of an untargetable version of the essential gene in cis with a therapeutic transgene. We show that Repair Drive dramatically increases the percentage of correctly targeted hepatocytes, up to 25%. This resulted in a five-fold increased expression of a therapeutic transgene. Repair Drive was well-tolerated and did not induce toxicity or tumorigenesis in long term follow up. This approach will broaden the range of liver diseases that can be treated with somatic genome editing.

Adeno-associated virus (AAV) has found immense success as a delivery system for gene therapy, yet the small 4.7 kb packaging capacity of the AAV sharply limits the scope of its application. In addition, high doses of AAV are frequently required to facilitate therapeutic effects, leading to acute toxicity issues. While dual and triple AAV approaches have been developed to mitigate the packaging capacity problem, these necessitate even higher doses to ensure that co-infection occurs at sufficient frequency. To address these challenges, we herein describe a novel delivery system consisting of adenovirus (Ad) covalently linked to multiple adeno-associated virus (AAV) capsids as a new way of more efficiently co-infecting cells with lower overall amounts of AAVs. We utilize the DogTag-DogCatcher (DgT-DgC) molecular glue system to construct our AdAAVs and we demonstrate that these hybrid virus complexes achieve enhanced co-transduction of cultured cells. This technology may eventually broaden the utility of AAV gene delivery by providing an alternative to dual or triple AAV which can be employed at lower dose while reaching higher co-transduction efficiency.

Although adeno-associated virus (AAV) has enjoyed enormous success as a delivery modality for gene therapy, it continues to suffer from the high prevalence of preexisting neutralizing antibodies in human populations, limiting who can receive potentially life-saving treatments. In this regard, AAV therapies generally also must be administered as a single dose since neutralizing antibodies develop in patients who receive the virus. Strategies for circumventing these issues remain limited. As a novel solution, we employed SpyTag-SpyCatcher molecular glue technology to facilitate packaging of AAVs inside of recombinant protein vault nanoparticles. Vaults are endogenous proteinaceous organelles produced by mammalian cells, so they are recognized as self by the immune system. They therefore can shield packaged molecules from neutralizing antibodies. Vault has previously been utilized to deliver drugs and proteins into cells, but our study represents the first time anyone has packaged an entire virus inside of vault. We showed that our vaultAAV (VAAV) delivery vehicle transduces cells in the presence of anti-AAV neutralizing serum. VAAV is positioned as a new gene therapy delivery platform with potential to overcome the neutralizing antibody problem and perhaps even allow administration of multiple doses, expanding the scope of AAV treatments.