We report the first identification of a cellular receptor mediating entry of a gram-positive bacterium into nonphagocytotic cells. By an affinity chromatography approach, we identified E-cadherin as the ligand for internalin, an L. monocytogenes protein essential for entry into epithelial cells. Expression of the chicken homolog of E-cadherin (L-CAM) in transfected fibroblasts dramatically increases entry of L. monocytogenes and promotes that of a recombinant L. innocua strain expressing internalin but does not promote entry of the wild-type noninvasive L. innocua or that of an internalin-deficient mutant of L. monocytogenes. Furthermore, L-CAM-specific antibodies block internalin-mediated entry. In contrast to Salmonella, Listeria enters cells by a mechanism of induced phagocytosis occurring without membrane ruffling. This work reveals a novel type of heterophilic interactions for E-cadherin.

Force sensing at cadherin-mediated adhesions is critical for their proper function. α-Catenin, which links cadherins to actomyosin, has a crucial role in this mechanosensing process. It has been hypothesized that force promotes vinculin binding, although this has never been demonstrated. X-ray structure further suggests that α-catenin adopts a stable auto-inhibitory conformation that makes the vinculin-binding site inaccessible. Here, by stretching single α-catenin molecules using magnetic tweezers, we show that the subdomains MI vinculin-binding domain (VBD) to MIII unfold in three characteristic steps: a reversible step at ~5 pN and two non-equilibrium steps at 10–15 pN. 5 pN unfolding forces trigger vinculin binding to the MI domain in a 1:1 ratio with nanomolar affinity, preventing MI domain refolding after force is released. Our findings demonstrate that physiologically relevant forces reversibly unfurl α-catenin, activating vinculin binding, which then stabilizes α-catenin in its open conformation, transforming force into a sustainable biochemical signal. At cell–cell adhesions, α-catenin contains a cryptic vinculin-binding site. Here, Yao et al. demonstrate, using magnetic tweezers, that physiologically relevant forces unfurl α-catenin to reveal the vinculin-binding site, and allow the reversible binding of vinculin to mechanically reinforce the adhesion.

Abstract E-cadherin is a major cell-cell adhesion molecule involved in mechanotransduction at cell-cell contacts in tissues. Since epithelial cells respond to rigidity and tension in the tissue through E-cadherin, there must be active processes that test and respond to the mechanical properties of these adhesive contacts. Using sub-micrometer, E-cadherin-coated PDMS pillars, we find that cells generate local contractions between E-cadherin adhesions and pull to a constant distance for a constant duration, irrespective of pillar rigidity. These cadherin contractions require non-muscle myosin IIB, tropomyosin 2.1, α-catenin and binding of vinculin to α-catenin; plus, they are correlated with rigidity-dependent cell spreading. Without contractions, cells fail to spread to different areas on soft and rigid surfaces and to maintain monolayer integrity. We further observe that cadherin contractions enable cells to test myosin IIA-mediated tension of neighboring cells, and sort out myosin IIA-depleted cells. Thus, we suggest that epithelial cells test and respond to the mechanical characteristics of neighboring cells through cadherin contractions.

Actomyosin machinery endows cells with contractility at a single cell level. However, at a tissue scale, cells can show either contractile or extensile behaviour based on the direction of pushing or pulling forces due to neighbour interactions or substrate interactions. Previous studies have shown that a monolayer of fibroblasts behaves as a contractile system 1 while a monolayer of epithelial cells 2,3 or neural crest cells behaves as an extensile system. 4 How these two contradictory sources of force generation can coexist has remained unexplained. Through a combination of experiments using MDCK (Madin Darby Canine Kidney) cells, and in-silico modeling, we uncover the mechanism behind this switch in behaviour of epithelial cell monolayers from extensile to contractile as the weakening of intercellular contacts. We find that this switch in active behaviour also promotes the buildup of tension at the cell-substrate interface through an increase in actin stress fibers and higher traction forces. This in turn triggers a mechanotransductive response in vinculin translocation to focal adhesion sites and YAP (Yes-associated protein) transcription factor activation. Our studies also show that differences in extensility and contractility act to sort cells, thus determining a general mechanism for mechanobiological pattern formation during cell competition, morphogenesis and cancer progression.

Abstract Imbalance in the finely orchestrated system of chromatin-modifying enzymes is a hallmark of many pathologies such as cancers, since causing the affection of the epigenome and transcriptional reprogramming. Here, we demonstrate that a loss-of-function mutation (LOF) of the major histone lysine methyltransferase SETDB1 possessing oncogenic activity in lung cancer cells leads to broad changes in the overall architecture and mechanical properties of the nucleus through genome-wide redistribution of heterochromatin, which perturbs chromatin spatial compartmentalization. Together with the enforced activation of the epithelial expression program, cytoskeleton remodeling, reduced proliferation rate and restricted cellular migration, this leads to the reversed oncogenic potential of lung adenocarcinoma cells. These results emphasize an essential role of chromatin architecture in the determination of oncogenic programs and illustrate a relationship between gene expression, epigenome, 3D genome and nuclear mechanics.

Abstract Changes in tissue geometry during developmental processes are associated with collective migration of cells. Recent experimental and numerical results suggest that these changes could leverage on the coexistence of nematic and hexatic orientational order at different length scales. How this multiscale organization is affected by the material properties of the cells and their substrate is presently unknown. In this study, we address these questions in monolayers of Madin-Darby canine kidney cells having various cell densities and molecular repertoires. At small length scales, confluent monolayers are characterized by a prominent hexatic order, independent of the presence of E-cadherin, monolayer density, and underlying substrate stiffness. However, all three properties affect the meso-scale tissue organization. The length scale at which hexatic order transits to nematic order, the “hexanematic” crossover scale, strongly depends on cell-cell adhesions and correlates with monolayer density. Our study demonstrates how epithelial organization is affected by mechanical properties, and provides a robust description of tissue organization during developmental processes.

ABSTRACT Apoptotic extrusion is crucial in maintaining epithelial homeostasis and has implications in diseases of epithelial tissues. Current literature supports that epithelia respond to extrusion to maintain their integrity by the formation of a supracellular actomyosin ring (purse-string) in the neighbors that encompasses the dying cells. However, little is known about whether other types of actin structures could contribute to extrusion as well as how forces generated by mechanosensitive proteins in the cells are integrated. Here, we found that during extrusion, a heterogeneous actin network composed of lamellipodia protrusions and discontinuous actomyosin cables, was reorganized in the neighboring cells and was the main factor driving extrusion forwards. The early presence of basal lamellipodia protrusion participated both in basal sealing of the extrusion site and in orienting the actomyosin purse-string at the later stage of extrusion. These sequential events are essential in ensuring a successful extrusion in apicobasal direction. The co-existence of these two mechanisms is determined by the interplay between the cell-cell and cell-substrate adhesions. A theoretical model integrates the role of these cellular mechanosensitive components to explain why a dual-mode mechanism, which combined lamellipodia protrusion and purse-string contractility, leads to more efficient extrusion than a single-mode mechanism. We anticipate that our approach will be useful to provide mechanistic insight into epithelial homeostasis, morphogenetic events and tumorigenesis.

Abstract The cohesion of tissues requires that cells establish cell-cell junctions. Cells contact each other by forming Arp2/3-dependent lamellipodia before they initiate the formation of cadherin-based adherens junctions (AJs). Maturing AJs then assemble actin under force though the formation of a mechanosensitive complex comprising the actin-binding proteins α-catenin, vinculin and VASP, which individually act on the nucleation, elongation and organisation of actin filaments in different ways. However, the activity of the ternary complex that these actin-regulatory proteins form has not been investigated due to the difficulty of assembling this complex in vitro in the absence of force. Here, we first designed mutants of these proteins that interact independently of force. We then studied their activity by combining actin polymerization kinetics in fluorescence spectroscopy with observation of single actin filaments in TIRF microscopy. Our results reveal how α-catenin, vinculin and VASP combine their activities in a complex to inhibit Arp2/3-mediated branching, stimulate the nucleation and elongation of linear actin filaments from profilin-actin and crosslink these filaments into bundles. These findings shed light on the molecular mechanisms by which actin regulators synergistically control the transition of actin architecture and dynamics that accompanies the formation and maturation of AJs.

Abstract Epithelia act as a barrier against environmental stress and abrasion and i n vivo they are continuously exposed to environments of various mechanical properties. The impact of this environment on epithelial integrity remains elusive. By culturing epithelial cells on 2D hydrogels, we observe a loss of epithelial monolayer integrity through spontaneous hole formation when grown on soft substrates. Substrate stiffness triggers an unanticipated mechanical switch of epithelial monolayers from tensile on soft to compressive on stiff substrates. Through active nematic modelling, we find unique patterns of cell shape texture called nematic topological defects that underpin large isotropic stress fluctuations at certain locations thereby triggering mechanical failure of the monolayer and hole opening. Our results show that substrate stiffness provides feedback on monolayer mechanical state and that topological defects can trigger stochastic mechanical failure, with potential application towards a mechanistic understanding of compromised epithelial integrity in bacterial infection, tumor progression and morphogenesis.

Many living cells actively migrate in their environment to perform key biological functions – from unicellular organisms looking for food to single cells such as fibroblasts, leukocytes or cancer cells that can shape, patrol or invade tissues. Cell migration results from complex intracellular processes that enable cell self-propulsion 1,2 , and has been shown to also integrate various chemical or physical extracellular signals 3,4,5 . While it is established that cells can modify their environment by depositing biochemical signals or mechanically remodeling the extracellular matrix, the impact of such self-induced environmental perturbations on cell trajectories at various scales remains unexplored. Here, we show that cells remember their path: by confining cells on 1D and 2D micropatterned surfaces, we demonstrate that motile cells leave long-lived physicochemical footprints along their way, which determine their future path. On this basis, we argue that cell trajectories belong to the general class of self-interacting random walks, and show that self-interactions can rule large scale exploration by inducing long-lived ageing, subdiffusion and anomalous first-passage statistics. Altogether, our joint experimental and theoretical approach points to a generic coupling between motile cells and their environment, which endows cells with a spatial memory of their path and can dramatically change their space exploration.